Капиллярный электрофорез

Метод разделения химических или биологических образцов

Капиллярный электрофорез ( КЭ ) — это семейство методов электрокинетического разделения, выполняемых в капиллярах субмиллиметрового диаметра и в микро- и нанофлюидных каналах. Очень часто КЭ относится к капиллярному зонному электрофорезу ( КЗЭ ), но другие электрофоретические методы, включая капиллярный гель-электрофорез (КГЭ), капиллярное изоэлектрическое фокусирование (КИЭФ), капиллярный изотахофорез и мицеллярную электрокинетическую хроматографию (МЭКХ), также относятся к этому классу методов. ^[1] В методах КЭ аналиты мигрируют через растворы электролитов под воздействием электрического поля . Аналиты могут быть разделены в соответствии с ионной подвижностью и/или разделением на альтернативную фазу посредством нековалентных взаимодействий . Кроме того, аналиты могут быть сконцентрированы или «сфокусированы» с помощью градиентов проводимости и pH .

Инструментарий

Рисунок 1: Схема системы капиллярного электрофореза

Инструментарий, необходимый для проведения капиллярного электрофореза, относительно прост. Базовая схема системы капиллярного электрофореза показана на рисунке 1. Основными компонентами системы являются пробирка с образцом, исходные и целевые пробирки, капилляр, электроды , источник питания высокого напряжения , детектор и устройство вывода и обработки данных. Исходная пробирка, целевая пробирка и капилляр заполнены электролитом, таким как водный буферный раствор. Для введения образца входное отверстие капилляра помещается во пробирку, содержащую образец. Образец вводится в капилляр посредством капиллярного действия , давления, сифонирования или электрокинетически, а затем капилляр возвращается во флакон-источник. Миграция аналитов инициируется электрическим полем, которое прикладывается между исходной и целевой пробирками и подается на электроды источником питания высокого напряжения. В наиболее распространенном режиме КЭ все ионы, положительные или отрицательные, протягиваются через капилляр в одном направлении электроосмотическим потоком . Аналиты разделяются по мере миграции из-за их электрофоретической подвижности и обнаруживаются вблизи выходного конца капилляра. Выходные данные детектора отправляются на устройство вывода и обработки данных, такое как интегратор или компьютер . Затем данные отображаются в виде электрофореграммы, которая отображает реакцию детектора как функцию времени . Разделенные химические соединения появляются в виде пиков с различным временем миграции на электрофореграмме. ^[2] Метод часто приписывают Джеймсу У. Йоргенсену и Кринну ДеАрману Лукачу, которые впервые продемонстрировали возможности этого метода. ^[3] Капиллярный электрофорез впервые был объединен с масс-спектрометрией Ричардом Д. Смитом и его коллегами и обеспечивает чрезвычайно высокую чувствительность для анализа образцов очень малых размеров. Несмотря на очень малые размеры образца (обычно в капилляр вводится всего несколько нанолитров жидкости), высокая чувствительность и острые пики достигаются отчасти благодаря стратегиям инъекции, которые приводят к концентрации аналитов в узкой зоне вблизи входного отверстия капилляра. Это достигается либо при инъекции под давлением, либо при электрокинетической инъекции просто путем суспендирования образца в буфере с более низкой проводимостью ( например, более низкой концентрацией соли), чем у рабочего буфера. Процесс, называемый укладкой образца с усилением поля (форма изотахофореза ), приводит к концентрации аналита в узкой зоне на границе между образцом с низкой проводимостью и рабочим буфером с более высокой проводимостью.

Для достижения большей пропускной способности образцов используются приборы с массивами капилляров для одновременного анализа многих образцов. Такие приборы капиллярного электрофореза (CAE) с 16 или 96 капиллярами используются для средне- и высокопроизводительного капиллярного секвенирования ДНК, а входные концы капилляров пространственно выстроены для приема образцов непосредственно из 96-луночных планшетов стандарта SBS. Некоторые аспекты приборов (например, обнаружение) обязательно более сложны, чем для однокапиллярной системы, но основные принципы конструкции и работы аналогичны тем, что показаны на рисунке 1.

Обнаружение

Разделение с помощью капиллярного электрофореза можно обнаружить несколькими устройствами обнаружения. Большинство коммерческих систем используют поглощение УФ или УФ-видимого света в качестве основного способа обнаружения. В этих системах в качестве ячейки обнаружения используется часть самого капилляра. Использование обнаружения на трубке позволяет обнаруживать разделенные аналиты без потери разрешения. Как правило, капилляры, используемые в капиллярном электрофорезе, покрыты полимером ( часто полиимидом или тефлоном ) для повышения гибкости. Однако часть капилляра, используемая для УФ-детектирования, должна быть оптически прозрачной. Для капилляров с полиимидным покрытием сегмент покрытия обычно выжигают или соскабливают, чтобы получить голое окно длиной в несколько миллиметров. Этот голый участок капилляра может легко сломаться, и доступны капилляры с прозрачными покрытиями для повышения стабильности окна ячейки. Длина пути ячейки обнаружения в капиллярном электрофорезе (~ 50 микрометров ) намного меньше, чем у традиционной УФ-ячейки (~ 1 см ). Согласно закону Бера-Ламберта , чувствительность детектора пропорциональна длине пути ячейки. Чтобы улучшить чувствительность, можно увеличить длину пути, хотя это приводит к потере разрешения. Сама капиллярная трубка может быть расширена в точке обнаружения, создавая «пузырьковую ячейку» с большей длиной пути, или в точке обнаружения можно добавить дополнительную трубку, как показано на рисунке 2. Однако оба эти метода уменьшат разрешение разделения. ^[4] Это уменьшение почти незаметно, если в стенке капилляра путем нагрева и повышения давления образуется гладкая аневризма, поскольку можно сохранить пробковый поток . Это изобретение Гэри Гордона , патент США 5061361, обычно утраивает длину пути поглощения. При использовании с детектором поглощения УФ-излучения более широкое поперечное сечение аналита в ячейке позволяет получить освещающий луч в два раза больше, что снижает дробовой шум в два раза. Вместе эти два фактора увеличивают чувствительность детектора Bubble Cell CE от Agilent Technologies в шесть раз по сравнению с детектором с прямым капилляром. Эта ячейка и ее изготовление описаны на странице 62 выпуска журнала Hewlett-Packard Journal за июнь 1995 года .

Рисунок 2: Методы увеличения длины пути капилляра: а) пузырьковая ячейка и б) z-ячейка (дополнительная трубка). ^[2]

Флуоресцентное обнаружение также может использоваться в капиллярном электрофорезе для образцов, которые флуоресцируют естественным образом или химически модифицированы для содержания флуоресцентных меток . Этот режим обнаружения обеспечивает высокую чувствительность и улучшенную селективность для этих образцов, но не может быть использован для образцов, которые не флуоресцируют. Многочисленные стратегии маркировки используются для создания флуоресцентных производных или конъюгатов нефлуоресцентных молекул, включая белки и ДНК. Настройка для флуоресцентного обнаружения в системе капиллярного электрофореза может быть сложной. Метод требует, чтобы световой луч был сфокусирован на капилляре, что может быть затруднительно для многих источников света. ^[4] Лазерно -индуцированная флуоресценция использовалась в системах CE с пределами обнаружения всего от 10−18 ^до 10−21 ^моль . Чувствительность метода объясняется высокой интенсивностью падающего света и способностью точно фокусировать свет на капилляре. ^[2] Многоцветное флуоресцентное обнаружение может быть достигнуто путем включения нескольких дихроичных зеркал и полосовых фильтров для разделения флуоресцентного излучения среди нескольких детекторов ( например, фотоумножительных трубок ), или путем использования призмы или решетки для проецирования спектрально разрешенного флуоресцентного излучения на позиционно-чувствительный детектор, такой как матрица ПЗС . Системы CE с 4- и 5-цветными системами обнаружения LIF обычно используются для капиллярного секвенирования ДНК и генотипирования (« ДНК-дактилоскопии »). ^{[5] [6]}

Для идентификации компонентов образца капиллярный электрофорез можно напрямую соединить с масс-спектрометрами или поверхностно-усиленной рамановской спектроскопией (SERS). В большинстве систем выход капилляра вводится в источник ионов, который использует электрораспылительную ионизацию (ESI). Полученные ионы затем анализируются масс-спектрометром. Эта установка требует летучих буферных растворов, которые будут влиять на диапазон режимов разделения, которые могут быть использованы, и на степень разрешения, которая может быть достигнута. ^[4] Измерение и анализ в основном выполняются с помощью специализированного.

Для CE-SERS элюенты капиллярного электрофореза могут быть нанесены на SERS-активный субстрат. Время удерживания аналита может быть переведено в пространственное расстояние путем перемещения SERS-активного субстрата с постоянной скоростью во время капиллярного электрофореза. Это позволяет применять последующую спектроскопическую технику к определенным элюентам для идентификации с высокой чувствительностью. SERS-активные субстраты могут быть выбраны так, чтобы не мешать спектру аналитов. ^[7]

Режимы разделения

Разделение соединений капиллярным электрофорезом зависит от дифференциальной миграции аналитов в приложенном электрическом поле. Электрофоретическая скорость миграции ( ) аналита к электроду противоположного заряда равна: ${\displaystyle u_{p}}$

${\displaystyle u_{p}=\mu _{p}E\,}$

Электрофоретическую подвижность можно определить экспериментально по времени миграции и напряженности поля:

${\displaystyle \mu _{p}=\left({\frac {L}{t_{r}}}\right)\left({\frac {L_{t}}{V}}\right)}$

где — расстояние от входного отверстия до точки обнаружения, — время, необходимое аналиту для достижения точки обнаружения (время миграции), — приложенное напряжение (напряженность поля), — общая длина капилляра. ^[4] Поскольку электрическое поле воздействует только на заряженные ионы, нейтральные аналиты плохо разделяются капиллярным электрофорезом. ${\displaystyle L}$ ${\displaystyle t_{r}}$ ${\displaystyle V}$ ${\displaystyle L_{t}}$

Скорость миграции аналита в капиллярном электрофорезе также будет зависеть от скорости электроосмотического потока (EOF) буферного раствора. В типичной системе электроосмотический поток направлен к отрицательно заряженному катоду , так что буфер течет через капилляр из исходного флакона в целевой флакон. Разделенные различными электрофоретическими подвижностями, аналиты мигрируют к электроду с противоположным зарядом. ^[2] В результате отрицательно заряженные аналиты притягиваются к положительно заряженному аноду , против EOF, в то время как положительно заряженные аналиты притягиваются к катоду , в соответствии с EOF, как показано на рисунке 3 .

Рисунок 3: Схема разделения заряженных и нейтральных аналитов (А) в соответствии с их электрофоретической и электроосмотической подвижностью потока.

Скорость электроосмотического потока можно записать как: ${\displaystyle u_{o}}$

${\displaystyle u_{o}=\mu _{o}E}$

где — электроосмотическая подвижность, которая определяется как: ${\displaystyle \mu _{o}}$

${\displaystyle \mu _{o}={\frac {\epsilon \zeta }{\eta }}}$

где — дзета-потенциал стенки капилляра, а — относительная диэлектрическая проницаемость буферного раствора. Экспериментально электроосмотическую подвижность можно определить, измерив время удерживания нейтрального аналита. ^[4] Скорость ( ) аналита в электрическом поле можно определить как: ${\displaystyle \zeta }$ ${\displaystyle \epsilon }$ ${\displaystyle u}$

${\displaystyle u_{p}+u_{o}=(\mu _{p}+\mu _{o})E}$

Поскольку электроосмотический поток буферного раствора обычно больше, чем электрофоретическая подвижность аналитов, все аналиты переносятся вместе с буферным раствором к катоду. Даже небольшие трехзарядные анионы могут быть перенаправлены к катоду относительно мощным ЭОП буферного раствора. Отрицательно заряженные аналиты дольше удерживаются в капилляре из-за их конфликтующих электрофоретических подвижностей. ^[2] Порядок миграции, наблюдаемый детектором, показан на рисунке 3 : небольшие многозарядные катионы мигрируют быстро, а небольшие многозарядные анионы удерживаются прочно. ^[4]

Электроосмотический поток наблюдается, когда электрическое поле прикладывается к раствору в капилляре, имеющему фиксированные заряды на внутренней стенке. Заряд накапливается на внутренней поверхности капилляра, когда буферный раствор помещается внутрь капилляра. В капилляре из плавленого кварца силанольные ( Si-OH) группы, прикрепленные к внутренней стенке капилляра, ионизируются в отрицательно заряженные силаноатные (Si-O ⁻ ) группы при значениях pH больше трех. Ионизацию стенки капилляра можно усилить, сначала пропустив через капилляр основной раствор, такой как NaOH или KOH, перед введением буферного раствора. Притягиваясь к отрицательно заряженным силаноатным группам, положительно заряженные катионы буферного раствора образуют два внутренних слоя катионов (называемых диффузным двойным слоем или электрическим двойным слоем) на стенке капилляра, как показано на рисунке 4. Первый слой называется фиксированным слоем, поскольку он прочно удерживается силаноатными группами. Внешний слой, называемый подвижным слоем, находится дальше от силаноатных групп. Подвижный катионный слой тянется в направлении отрицательно заряженного катода при приложении электрического поля. Поскольку эти катионы сольватированы , объем буферного раствора мигрирует с подвижным слоем, вызывая электроосмотический поток буферного раствора. Другие капилляры, включая капилляры из тефлона, также демонстрируют электроосмотический поток. EOF этих капилляров, вероятно, является результатом адсорбции электрически заряженных ионов буфера на стенках капилляра. ^[2] Скорость EOF зависит от напряженности поля и плотности заряда стенки капилляра. Плотность заряда стенки пропорциональна pH буферного раствора. Электроосмотический поток будет увеличиваться с pH до тех пор, пока все доступные силанолы, выстилающие стенку капилляра, не будут полностью ионизированы. ^[4]

Рисунок 4: Изображение внутренней части капилляра из плавленого силикагеля в присутствии буферного раствора.

В определенных ситуациях, когда сильный электроосмотический поток по направлению к катоду нежелателен, внутренняя поверхность капилляра может быть покрыта полимерами, поверхностно-активными веществами или малыми молекулами для снижения электроосмоса до очень низких уровней, восстанавливая нормальное направление миграции (анионы по направлению к аноду, катионы по направлению к катоду). Приборы CE обычно включают источники питания с обратимой полярностью, что позволяет использовать один и тот же прибор в «нормальном» режиме (с EOF и обнаружением вблизи катодного конца капилляра) и в «обратном» режиме (с подавленным или обращенным EOF и обнаружением вблизи анодного конца капилляра). Один из наиболее распространенных подходов к подавлению EOF, о котором сообщил Стеллан Йертен в 1985 году, заключается в создании ковалентно связанного слоя линейного полиакриламида . ^[8] Поверхность кремнезема капилляра сначала модифицируется силановым реагентом, содержащим полимеризуемую винильную группу ( например, 3-метакрилоксипропилтриметоксисилан), а затем вводится мономер акриламида и инициатор свободных радикалов . Акриламид полимеризуется in situ , образуя длинные линейные цепи, некоторые из которых ковалентно присоединены к связанному со стенкой силановому реагенту. Существуют и другие многочисленные стратегии ковалентной модификации капиллярных поверхностей. Динамические или адсорбированные покрытия (которые могут включать полимеры или небольшие молекулы) также распространены. ^[9] Например, при капиллярном секвенировании ДНК просеивающий полимер (обычно полидиметилакриламид) подавляет электроосмотический поток до очень низких уровней. ^[10] Помимо модуляции электроосмотического потока, покрытия стенок капилляров также могут служить цели уменьшения взаимодействий между «липкими» аналитами (такими как белки) и стенкой капилляра. Такие взаимодействия со стенкой капилляра и аналитом, если они выражены, проявляются в снижении эффективности пика, асимметричных (размытых) пиках или даже полной потере аналита на стенке капилляра.

Эффективность и разрешение

Число теоретических тарелок или эффективность разделения в капиллярном электрофорезе определяется по формуле:

${\displaystyle N={\frac {\mu V}{2D_{m}}}}$

где - число теоретических тарелок , - кажущаяся подвижность в разделительной среде, - коэффициент диффузии аналита. Согласно этому уравнению, эффективность разделения ограничена только диффузией и пропорциональна напряженности электрического поля, хотя практические соображения ограничивают напряженность электрического поля несколькими сотнями вольт на сантиметр. Приложение очень высоких потенциалов (>20-30 кВ) может привести к искрению или пробою капилляра. Кроме того, приложение сильных электрических полей приводит к резистивному нагреву (джоулев нагрев) буфера в капилляре. При достаточно высокой напряженности поля этот нагрев достаточно силен, чтобы внутри капилляра могли возникнуть радиальные градиенты температуры. Поскольку электрофоретическая подвижность ионов, как правило, зависит от температуры (из-за как зависящей от температуры ионизации, так и эффектов вязкости растворителя), неравномерный температурный профиль приводит к изменению электрофоретической подвижности поперек капилляра и потере разрешения. Начало значительного джоулева нагрева можно определить, построив «график закона Ома», на котором ток через капилляр измеряется как функция приложенного потенциала. В слабых полях ток пропорционален приложенному потенциалу ( закон Ома ), тогда как в более сильных полях ток отклоняется от прямой линии, поскольку нагрев приводит к снижению сопротивления буфера. Наилучшее разрешение обычно достигается при максимальной напряженности поля, для которой джоулев нагрев незначителен ( т. е. вблизи границы между линейным и нелинейным режимами графика закона Ома). Обычно капилляры с меньшим внутренним диаметром поддерживают использование более высоких напряженностей поля из-за улучшенного рассеивания тепла и меньших температурных градиентов по сравнению с более крупными капиллярами, но с недостатками в виде более низкой чувствительности при обнаружении поглощения из-за более короткой длины пути и большей трудности при введении буфера и образца в капилляр (маленькие капилляры требуют большего давления и/или большего времени для проталкивания жидкостей через капилляр). ${\displaystyle N}$ ${\displaystyle \mu }$ ${\displaystyle D_{m}}$

Эффективность разделения капиллярным электрофорезом обычно намного выше, чем эффективность других методов разделения, таких как ВЭЖХ . В отличие от ВЭЖХ, при капиллярном электрофорезе нет массопереноса между фазами. ^[4] Кроме того, профиль потока в системах, управляемых ЭОП, плоский, а не округлый ламинарный профиль потока , характерный для потока, управляемого давлением в хроматографических колонках, как показано на рисунке 5. В результате ЭОП не вносит существенного вклада в уширение полосы, как в хроматографии, управляемой давлением. Разделение капиллярным электрофорезом может иметь несколько сотен тысяч теоретических тарелок. ^[11]

Рисунок 5: Профили потока ламинарного и электроосмотического течения.

Разрешение ( ) разделения капиллярным электрофорезом можно записать как: ${\displaystyle R_{s}}$

${\displaystyle R_{s}={\frac {1}{4}}\left({\frac {\triangle \mu _{p}{\sqrt {N}}}{\mu _{p}+\mu _{o}}}\right)}$

Согласно этому уравнению, максимальное разрешение достигается, когда электрофоретическая и электроосмотическая подвижности близки по величине и противоположны по знаку. Кроме того, можно видеть, что высокое разрешение требует меньшей скорости и, соответственно, большего времени анализа. ^[4]

Помимо диффузии и джоулева нагрева (обсуждаемых выше), факторы, которые могут снизить разрешение в капиллярном электрофорезе по сравнению с теоретическими пределами в приведенном выше уравнении, включают, помимо прочего, конечную ширину инжекционной заглушки и окна обнаружения; взаимодействия между аналитом и стенкой капилляра; инструментальные неидеальности, такие как небольшая разница в высоте резервуаров для жидкости, приводящая к сифонированию; нерегулярности в электрическом поле, например, из -за несовершенно обрезанных концов капилляра; истощение буферной емкости в резервуарах; и электродисперсия (когда аналит имеет более высокую проводимость, чем фоновый электролит). ^[12] Выявление и минимизация многочисленных источников уширения полосы является ключом к успешной разработке метода в капиллярном электрофорезе с целью максимально возможного приближения к идеалу разрешения, ограниченного диффузией.

Приложения

Капиллярный электрофорез может быть использован для одновременного определения ионов NH4 ₊ ^, Na ⁺ , K ⁺ , Mg2 ⁺ и Ca2 ⁺ в слюне . ^[13]

Одним из основных применений CE в судебной экспертизе является разработка методов амплификации и обнаружения фрагментов ДНК с использованием полимеразной цепной реакции (ПЦР), что привело к быстрому и значительному прогрессу в судебно-медицинском анализе ДНК. Разделение ДНК осуществляется с использованием тонких капилляров CE диаметром 50 мм из плавленого кварца, заполненных ситовым буфером. Эти капилляры обладают превосходной способностью рассеивать тепло, что позволяет использовать гораздо более высокие значения напряженности электрического поля, чем электрофорез в гелевых пластинах. Поэтому разделение в капиллярах происходит быстро и эффективно. Кроме того, капилляры можно легко заполнять и менять для эффективных и автоматизированных инъекций. Обнаружение происходит с помощью флуоресценции через окно, вытравленное в капилляре. Как однокапиллярные, так и капиллярно-массивные приборы доступны с матричными системами, способными обрабатывать 16 или более образцов одновременно для увеличения пропускной способности. ^[14]

Основным применением CE судебными биологами является типирование STR из биологических образцов для создания профиля из высокополиморфных генетических маркеров, которые различаются между людьми. Другие новые применения CE включают обнаружение определенных фрагментов мРНК для помощи в идентификации биологической жидкости или происхождения ткани судебно-медицинского образца. ^[15]

Другим применением CE в криминалистике является анализ чернил, где анализ чернил для струйной печати становится все более необходимым из-за все более частой подделки документов, напечатанных на струйных принтерах. Химический состав чернил дает очень важную информацию в случаях поддельных документов и поддельных банкнот. Мицеллярная электрофоретическая капиллярная хроматография (MECC) была разработана и применена для анализа чернил, извлеченных из бумаги. Благодаря ее высокой разрешающей способности по сравнению с чернилами, содержащими несколько химически схожих веществ, также можно различать различия между чернилами одного и того же производителя. Это делает ее пригодной для оценки происхождения документов на основе химического состава чернил. Стоит отметить, что из-за возможной совместимости одного и того же картриджа с различными моделями принтеров, дифференциация чернил на основе их электрофоретических профилей MECC является более надежным методом определения происхождения чернильного картриджа (его производителя и номера картриджа), а не происхождения модели принтера. ^[16]

Специализированный тип КЭ, аффинный капиллярный электрофорез (АПЭ), использует межмолекулярные связывающие взаимодействия для понимания взаимодействий белок-лиганд. ^[17] Фармацевтические компании используют АПЭ по множеству причин, одной из основных из которых являются константы ассоциации/связывания для лекарств и лигандов или лекарств и определенных транспортных систем, таких как мицеллы . Это широко используемый метод из-за его простоты, быстрых результатов и низкого использования аналита. ^[18] Использование АПЭ может предоставить конкретные детали в связывании, разделении и обнаружении аналитов и, как доказано, весьма практично для исследований в области наук о жизни. Аффинный капиллярный электрофорез на основе аптамеров используется для анализа и модификации специфических аффинных реагентов. Модифицированные аптамеры в идеале демонстрируют высокую связывающую аффинность, специфичность и устойчивость к нуклеазам. ^[19] Рен и др. включили модифицированные нуклеотиды в аптамеры, чтобы ввести новые конфронтационные особенности и высокоаффинные взаимодействия из гидрофобных и полярных взаимодействий между IL-1α и аптамером. ^[20] Хуан и др. используют ACE для исследования белок-белковых взаимодействий с использованием аптамеров. Связывающий α-тромбин аптамер был помечен 6-карбоксифлуоресцеином для использования в качестве селективного флуоресцентного зонда и изучался для выяснения информации о сайтах связывания для белок-белковых и белок-ДНК взаимодействий. ^[21]

Капиллярный электрофорез (КЭ) стал важным, экономически эффективным подходом к секвенированию ДНК , который обеспечивает высокую пропускную способность и высокую точность информации о секвенировании. Вулли и Матис использовали чип КЭ для секвенирования фрагментов ДНК с точностью 97% и скоростью 150 оснований за 540 секунд. ^[22] Они использовали формат 4-цветной маркировки и обнаружения для сбора флуоресцентных данных. Флуоресценция используется для просмотра концентраций каждой части последовательности нуклеиновой кислоты, A, T, C и G, и эти пики концентрации, которые отображаются в виде графика из обнаружения, используются для определения последовательности ДНК. ^[22]

Ссылки

1. Kemp G (февраль 1998). «Капиллярный электрофорез: универсальное семейство аналитических методов». Биотехнология и прикладная биохимия . 27 (1): 9–17. doi :10.1111/j.1470-8744.1998.tb01369.x. PMID  9477551. S2CID  45334539.
2. Baker DR (1995). Капиллярный электрофорез . Нью-Йорк: John Wiley & Sons, Inc.Скуг ДА, Холлер ФДж, Крауч СР (2007). Принципы инструментального анализа (6-е изд.). Белмонт, Калифорния: Thomson Brooks/Cole Publishing.
3. Jorgenson JW, Lukacs KD (июль 1981). "Зонный электрофорез в стеклянных капиллярах открытого типа". Аналитическая химия . 53 (8): 1298–1302. doi :10.1021/ac00231a037. ISSN  0003-2700.
4. Cunico RL, Gooding KM, Wehr T (1998). Основы ВЭЖХ и КЭ биомолекул . Bay Bioanalytical Laboratory. ISBN 978-0-9663229-0-3.
5. Dovichi NJ, Zhang J (декабрь 2000 г.). «Как капиллярный электрофорез секвенировал геном человека. Это эссе основано на лекции, прочитанной на конференции Analytica 2000 в Мюнхене (Германия) по случаю вручения премии Генриха Эмануэля Мерка» (PDF) . Angewandte Chemie . 39 (24): 4463–4468. doi :10.1002/1521-3773(20001215)39:24<4463::aid-anie4463>3.0.co;2-8. PMID  11169637 . Получено 09.04.2014 .
6. Butler JM, Buel E, Crivellente F, McCord BR (июнь 2004 г.). «Судебное ДНК-типирование методом капиллярного электрофореза с использованием генетических анализаторов ABI Prism 310 и 3100 для анализа STR» (PDF) . Электрофорез . 25 (10–11): 1397–412. doi :10.1002/elps.200305822. PMID  15188225. S2CID  31067288.
7. He L, Natan MJ, Keating CD (ноябрь 2000 г.). «Усиленное поверхностью комбинационное рассеяние: метод детектирования, зависящий от структуры, для капиллярного электрофореза». Аналитическая химия . 72 (21): 5348–55. doi :10.1021/ac000583v. PMID  11080886.
8. Hjertén S (1985). «Высокоэффективный электрофорез: устранение электроосмоса и адсорбции растворенного вещества». Журнал хроматографии (347): 191–198. doi :10.1016/S0021-9673(01)95485-8.
9. Doherty EA, Meagher RJ, Albarghouthi MN, Barron AE (январь 2003 г.). «Покрытия стенок микроканалов для разделения белков с помощью капиллярного и чипового электрофореза». Электрофорез . 24 (1–2): 34–54. doi :10.1002/elps.200390029. PMID  12652571. S2CID  25998082.
10. Мадабхуши RS (февраль 1998 г.). «Разделение продуктов удлинения 4-цветного секвенирования ДНК в нековалентно покрытых капиллярах с использованием полимерных растворов с низкой вязкостью». Электрофорез . 19 (2): 224–30. doi :10.1002/elps.1150190215. PMID  9548284. S2CID  221736283.
11. Скуг ДА, Холлер ФДж, Крауч СР (2007). Принципы инструментального анализа (6-е изд.). Белмонт, Калифорния: Thomson Brooks/Cole Publishing.
12. Lauer HH, Rozing GP (январь 2010 г.). "Высокоэффективный капиллярный электрофорез: руководство по применению" (PDF) . Германия: Agilent Technologies. Архивировано из оригинала (PDF) 13 апреля 2014 г. Получено 2014-04-09 .
13. Hauser PC (2016). «Определение ионов щелочных металлов в биологических и экологических образцах». В Astrid S, Helmut S, Roland KO S (ред.). Ионы щелочных металлов: их роль для жизни . Ионы металлов в науках о жизни. Том 16. Springer. стр. 11–25. doi :10.1007/978-3-319-21756-7_2. ISBN 978-3-319-21755-0. PMID  26860298.
14. McCord BR, Buel E (2013). «Капиллярный электрофорез в судебной генетике». Энциклопедия судебной экспертизы . Waltham: Academic Press. стр. 394–401. doi :10.1016/B978-0-12-382165-2.00050-7. ISBN 978-0-12-382166-9.
15. van Oorschot RA, Ballantyne KN (2013). «Капиллярный электрофорез в судебной биологии». Энциклопедия судебных наук . Waltham: Academic Press. стр. 560–566. doi :10.1016/B978-0-12-382165-2.00242-7. ISBN 978-0-12-382166-9.
16. Шаллан А., Гуйт Р., Бредмор М. (2013). «Основные принципы капиллярного электрофореза». Сигел Дж.А., Саукко П.Дж., Хоук М.М. (ред.). Энциклопедия судебной медицины . Уолтем: Академическая пресса. стр. 549–559. дои : 10.1016/B978-0-12-382165-2.00241-5. ISBN 978-0-12-382166-9.
17. Chu YH, Avila LZ, Gao J, Whitesides GM (ноябрь 1995 г.). «Аффинный капиллярный электрофорез». Accounts of Chemical Research . 28 (11): 461–468. doi :10.1021/ar00059a004.
18. Neubert RH, Schwarz MA, Mrestani Y, Plätzer M, Raith K (ноябрь 1999 г.). «Аффинный капиллярный электрофорез в фармацевтике». Pharmaceutical Research . 16 (11): 1663–73. PMID  10571270.
19. Yu F, Zhao Q, Zhang D, Yuan Z, Wang H (январь 2019 г.). «Аффинные взаимодействия с помощью капиллярного электрофореза: связывание, разделение и обнаружение». Аналитическая химия . 91 (1): 372–387. doi :10.1021/acs.analchem.8b04741. PMID  30392351. S2CID  53217680.
20. Ren X, Gelinas AD, von Carlowitz I, Janjic N, Pyle AM ​​(октябрь 2017 г.). «Структурная основа распознавания IL-1α модифицированным ДНК-аптамером, который специфически ингибирует сигнализацию IL-1α». Nature Communications . 8 (1): 810. Bibcode :2017NatCo...8..810R. doi :10.1038/s41467-017-00864-2. PMC 5634487 . PMID  28993621. 
21. Huang CC, Cao Z, Chang HT, Tan W (декабрь 2004 г.). «Исследования взаимодействия белок-белок на основе молекулярных аптамеров с помощью аффинного капиллярного электрофореза» (PDF) . Аналитическая химия . 76 (23): 6973–81. doi :10.1021/ac049158i. PMID  15571349.
22. Woolley AT, Mathies RA (октябрь 1995 г.). «Сверхскоростное секвенирование ДНК с использованием чипов капиллярного электрофореза». Аналитическая химия . 67 (20): 3676–80. doi :10.1021/ac00116a010. PMID  8644919.

Дальнейшее чтение

• Terabe S, Otsuka K, Ichikawa K, Tsuchiya A, Ando T (январь 1984). «Электрокинетическое разделение с мицеллярными растворами и открытыми трубчатыми капиллярами». Аналитическая химия . 56 (1): 111–3. doi :10.1021/ac00265a031.
• Foley JP (июль 1990 г.). «Оптимизация мицеллярной электрокинетической хроматографии». Аналитическая химия . 62 (13): 1302–8. doi :10.1021/ac00265a031.
• Segura Carretero A, Cruces-Blanco C, Cortacero Ramírez S, Carrasco Pancorbo A, Fernández Gutiérrez A (сентябрь 2004 г.). «Применение мицеллярной электрокинетической капиллярной хроматографии для анализа незаряженных пестицидов, оказывающих воздействие на окружающую среду». Журнал сельскохозяйственной и пищевой химии . 52 (19): 5791–5. doi :10.1021/jf040074k. PMID  15366822.
• Cavazza A, Corradini C, Lauria A, Nicoletti I, Stancanelli R (август 2000 г.). «Быстрый анализ незаменимых и разветвленных аминокислот в нутрицевтических продуктах методом мицеллярной электрокинетической капиллярной хроматографии». Журнал сельскохозяйственной и пищевой химии . 48 (8): 3324–9. doi :10.1021/jf991368m. hdl : 11381/2441649 . PMID  10956110.
• Rodrigues MR, Caramão EB, Arce L, Ríos A, Valcárcel M (июль 2002 г.). «Определение монотерпеновых углеводородов и спиртов в Majorana hortensis Moench методом мицеллярной электрокинетической капиллярной хроматографии». Журнал сельскохозяйственной и пищевой химии . 50 (15): 4215–20. doi :10.1021/jf011667n. PMID  12105948.

Внешние ссылки

• Анимации CE