stringtranslate.com

Дихелобактерия узелковая

Dichelobacter nodosus , ранее Bacteroides nodosus , является грамотрицательным , облигатным анаэробом семейства Cardiobacteriaceae. Имеет полярные фимбрии и является возбудителем овечьей копытной гнили , а также межпальцевого дерматита . [1] Это единственный вид в роде Dichelobacter .

Dichelobacter nodosus , ранее Bacteroides nodosus , — грамотрицательный, палочковидный, облигатный анаэроб семейства Cardiobacteriaceae. Имеет полярные эпитомы фимбрий, которые разделяют бактерии на несколько серогрупп. [2]

D. nodosus, наряду с Fusobacterium necrophorum, сосуществуют как возбудители гнили копыт овец и межпальцевого дерматита у копытных животных во всем мире, особенно в умеренных зонах. [3] [4] [5] Клинические признаки могут различаться по двум категориям: вирулентные и доброкачественные, причем различие между ними зависит от местоположения. [6] [7]

Варианты лечения включают ножные ванны, парентеральное введение противомикробных препаратов длительного действия, одновременное использование вакцин и перемещение пораженных овец в чистую карантинную зону. [6] [3] [8] [9] [10] Для предотвращения дальнейшего распространения бактерий необходимо обеспечить надлежащую экологию и лечение инфицированных животных. [6]

Клеточная морфология и биохимия

D. nodosus — это палочковидная, грамотрицательная, анаэробная облигатная бактерия, обнаруженная на копытах, которая вызывает гниение копыт овец. Эта бактерия заставляет копыто отделяться от нижележащих тканей посредством выработки протеаз и кератиназ. [11] [12] Ее предпочтительная среда обитания — теплый (выше 10 градусов по Цельсию) и влажный климат. [13]

У D. nodosus имеется первичный поверхностный антиген (K), что делает бактерию иммуногенной . [ 2] Эта бактерия обладает синергетическим эффектом с F. necrophorum . [11]

Существует 10 серогрупп, на которые разделяются изоляты на основе эпитопов фимбрий бактерий. [2] Класс I содержит серогруппы AC, EG, I и M, а класс II содержит серогруппы D и H. [2] Серотипы классифицируются по результатам теста агглютинации на слайде . [2]

Вирулентность бактерий варьируется в зависимости от того, какие штаммы D. nodosus присутствуют в популяции хозяина. [2] Штаммы, обладающие протеазой AprV2, демонстрируют более тяжелую форму копытной гнили, чем штаммы с протеазами AprB2 . [14]

Таксономия и идентификация

D. nodosus относится к порядку Cardiobacteriales . [15]

Идентификация этой бактерии достигается путем взятия мазка с инфицированной ноги животного и выделения ДНК D. nodosus из мазка. [16] Затем выделенная ДНК подвергается ПЦР- амплификации, где выделяются гены 16S рРНК, pnpA , rpoD , aprV2 и aprB2 . [16] [5] Достоверность этих результатов варьируется, поскольку нет никаких доказательств существования прямых методов серогруппирования на основе ПЦР, которые были бы проверены на основе эталона. [5]

Эпидемиология

Копытная гниль входит в пятерку самых значимых в мире заболеваний овец. [17] Основным облигатным возбудителем заболевания является D. nodosus, хотя сообщалось, что F. necrophorum оказывает синергетическое действие в тяжелых случаях копытной гнили. [18] Вспышки заболевания были зарегистрированы в Австралии, Великобритании, Норвегии, Швейцарии. [17] [19] [20]

D. nodosus имеет глобальное распространение круглый год с характерными высококонтагиозными пиками , возникающими в умеренных зонах, где есть достаточная влажность и температура окружающей среды выше 10 градусов. [3] [4] В более прохладных условиях, таких как весна и осень, более высокая распространенность заболевания может наблюдаться в Великобритании и Ирландии. [17] Эта бактерия способна процветать во влажной почве до двух недель. При наличии оптимальных условий бактерия может жить до 24 дней при температуре не менее 5 градусов Цельсия. В субоптимальных условиях животные не будут демонстрировать полную клиническую картину, и легкие поражения могут быть ограничены межпальцевой кожей. Выявление более низкой распространенности и стойкости происходит в сухом теплом климате по сравнению с влажными прохладными условиями. [4]

Овцы и козы являются основными видами, поражаемыми бактерией, и восприимчивы к ней в любом возрасте. Мериносовые породы, по-видимому, более восприимчивы, чем британские породы овец. Британские породы, по-видимому, несут большую естественную резистентность, демонстрируя легкие клинические признаки кратковременной продолжительности. Хотя у потомства первого скрещивания при правильных условиях может развиться тяжелое клиническое заболевание. Крупный рогатый скот может быть поражен, хотя обычно страдает только легкой формой инфекции. Сообщалось, что дикие копытные животные являются носителями бактерии в Германии и Швейцарии. [4]

Существуют проблемы, связанные с изоляцией D. nodosus , поскольку необходимо провести больше молекулярных исследований для дифференциации устойчивости в условиях одомашненных ферм [17]

Мериносовые овцы более восприимчивы к копытной гнили.

Патогенез

D. nodosus и F. necrophorum сосуществуют и вызывают заболевание, известное как гниль копыт овец , в основном встречающееся у овец и коз. [5] F. necrophorum сам по себе вызывает ожог копыт, предрасполагая животное к коинфекции с D. nodosus , что приводит к гниению копыт. [5] D. nodosus также может переноситься крупным рогатым скотом, оленями и лошадьми. [5] Инфекция D. nodosus была зарегистрирована у крупного рогатого скота, но случаи обычно ограничиваются доброкачественными штаммами. [21] Для того чтобы D. nodosus вызвал заболевание, бактерии необходимо раздражение межпальцевого пространства, это может быть связано с влажностью или травмой в этой области. [5]

Тяжесть копытной гнили имеет широкий спектр проявлений заболевания. [5] [16] в зависимости от штамма или комбинации штаммов, присутствующих в инфицированном месте, и вирулентности указанных штаммов. [5] D. nodosus выделяет ферменты протеазы, именно количество ферментов протеазы, тип ферментов протеазы и фимбрии типа IV определяют его вирулентность. [5] [22] Ферменты протеазы переваривают ткань между рогом копыта и плотью, что вызывает боль у пораженного животного. [5]

Гниль копыт можно разделить на доброкачественную и вирулентную [5] , которые содержат гены aprB2 , кодирующие термолабильные протеазы, и гены aprV2, кодирующие термостабильные протеазы соответственно. [23] Доброкачественная гниль копыт описывается как покрасневшая и воспаленная ткань между пальцами. [5] Вирулентная гниль копыт возникает, когда бактерии начинают проникать в рог копыта и могут вызвать отделение рога копыта от стенки копыта. [5] У вирулентных штаммов рог может полностью отделиться от подлежащей ткани, что делает ткань восприимчивой к поражению мухами . [5]

Болезнь

Клинические признаки гнили копыт у овец можно разделить на две категории: доброкачественные и вирулентные. [6] [7] В Австралии разница между доброкачественными и вирулентными зависит от возбудителя приобретенной гнили копыт D. nodosus и связана со степенью тяжести клинических признаков. [24] [6] Может быть сложно определить разницу между двумя штаммами на основе клинических признаков, некоторые страны, такие как США, считают как доброкачественные, так и вирулентные штаммы одинаковыми и лечат в соответствии с клинической картиной. [6] Клиническими признаками доброкачественной гнили копыт являются межпальцевый дерматит, который часто, но не всегда, включает хромоту пораженной стопы или стоп. [23] [6] [7] Клинические признаки вирулентной гнили копыт начинаются как межпальцевый дерматит, но прогрессируют до некроза, отделения стенки копыта от подлежащей мягкой ткани и сильной хромоты. [6] Однако обе категории гнили копыт могут прогрессировать от межпальцевого дерматита до более серьезных, хронических, некротических поражений, которые могут иметь характерный гнилостный запах и вызывать значительную хромоту у пораженного животного. [6] [7]

Диагноз

Использование руководства по оценке гнили копыт для подтверждения диагноза и определения тяжести заболевания, а также уровня лечения и управления, которые потребуются. Оценка основана на тяжести поражений межпальцевой дермы, соединения между кожей и рогом и самого рога. [7] Случаи доброкачественной гнили копыт, как правило, оцениваются по нижнему краю шкалы, а случаи вирулентной гнили копыт, как правило, оцениваются по верхнему краю. [7] [25] Другие клинические признаки могут присутствовать в зависимости от штамма или тяжести гнили копыт: потеря аппетита, потеря упитанности, снижение производства шерсти, [6] [7] [24] и снижение производства молока. [24] Теплые и влажные условия благоприятны для распространения гнили копыт, поэтому наличие этих условий также может помочь в диагностике гнили копыт, вызванной d. nodosus, а также способствовать распространению на других животных в стаде [6] [24]

Хотя лабораторная диагностика D. nodosus не проводится рутинно, она может быть проведена для определения вирулотипа штамма, вызывающего инфекцию, с помощью ПЦР, желатинового геля и анализа эластазы [23] и может использоваться для подтверждения полевого диагноза. [7] [25] Идентификация внеклеточных протеаз исторически была основой для дифференциации двух штаммов D. nodosus [26] Доброкачественные штаммы D. nodosus имеют протеазы, которые являются термолабильными, а вирулентные штаммы имеют протеазы, которые являются термостабильными и имеют более высокую активность эластазы. [26] [23] Проведение лабораторных испытаний для диагностики конкретных штаммов D. nodosus путем определения термостабильности протеазы и активности эластазы не проводится рутинно из-за сложности лабораторных процедур, которые часто дают противоречивые результаты. [23] [7] [26] Кроме того, время, необходимое для проведения лабораторных тестов для определения вирулотипа D. nodosus, является длительным и может оказаться неэффективным для эффективного лечения или изоляции инфицированного животного(ых) и предотвращения распространения на других животных. [23]

Уход

Наиболее эффективные варианты лечения D. nodosus используют мультимодальный подход для обеспечения адекватного лечения, а также ограничения последующего распространения. [6] [3] [9] [10] Это включает немедленное лечение после обнаружения, ножные ванны, парентеральное введение противомикробных препаратов длительного действия , одновременное использование вакцин и перемещение пораженных овец в чистую карантинную зону. [6] [3] [8] [9] [10]

Прогноз для копытной гнили лучше всего, если лечение проводится на ранней стадии, до прогрессирования заболевания; это помогает принять решение между лечением и выбраковкой пораженных животных, чтобы свести к минимуму экономические потери. [6] [3] [10] [9] Заболевших овец следует наблюдать, чтобы убедиться в эффективности лечения, и выбраковывать, если клинические симптомы сохраняются, поскольку они являются источником заражения для остальной части стада. [6] Зараженные овцы не должны возвращаться в общую популяцию, пока инфекция не будет устранена, а окружающая среда не будет дезактивирована, чтобы предотвратить повторное заражение или распространение. [10] [9] [6]

Использование ножных ванн, содержащих 10% раствор сульфата цинка, показало свою эффективность как в лечении, так и в профилактике, хотя их применение является спорным из-за воздействия на окружающую среду. [3] [6] Эффективность также снижается при использовании в тяжелых случаях, поскольку раствор имеет ограниченную проникающую способность, [3] в этом случае наиболее эффективным методом лечения является парентеральное введение противомикробных препаратов.

D. nodosus имеет ограниченную способность сохраняться в окружающей среде, поэтому карантин инфицированных животных имеет решающее значение для предотвращения распространения в стаде. [6]

Одновременное использование вакцины также может помочь ограничить заболевание и его распространение в стаде. [8]

Устойчивость к антибиотикам

Окситетрациклин был наиболее часто используемым противомикробным препаратом для лечения D. nodosus . [10] [9] [3] [6] Эта бактерия также показала чувствительность к тетрациклинам, макролидам , пенициллину, цефалоспоринам и фторхинолонам ; недавние исследования подтверждают эффективность гамитромицина в качестве альтернативы окситетрациклину. [10] О резистентности D. nodosus пока не сообщалось . [10] [3] Использование противомикробных препаратов ограничено из-за важности макролидов в медицине, а показатели отмены могут препятствовать экономической отдаче и, следовательно, их выбору в качестве варианта лечения. [10] [3] Неправильное использование противомикробных препаратов может способствовать резистентности, неэффективному лечению и более высокой частоте повторных заражений в стаде. [3] Раннее выявление D. nodosus , а также плановая профилактика будут способствовать снижению зависимости от противомикробных препаратов, а также уменьшению нагрузки на появляющуюся резистентность и экономические потери. [3]

Профилактика

Управление окружающей средой и лечение инфицированных животных имеют важное значение для предотвращения распространения D. nodosus . [6] Инфицированных животных следует перевести из стада в чистую среду для лечения, так как бактерия не выживает более 3 недель вне хозяина. [6] [3] Лечение наиболее эффективно, когда инфекция обнаружена на ранней стадии. [3] Бактерия сохраняется на необработанном хозяине, а также во влажной, теплой среде, поэтому для остановки жизненного цикла требуются лечение, надлежащий дренаж, вентиляция и санитария. [27] [6] [3] Повторное заражение вероятно, если среда не дезактивирована, так как животные становятся восприимчивыми, как только противомикробные препараты перестают действовать. [6] [3]

После того, как окружающая среда будет дезактивирована, вспышки можно предотвратить, обеспечив поступление поголовья из проверенного источника и карантин по прибытии до получения отрицательного результата теста. [6] Новых животных следует помещать на карантин, а их лапы следует осмотреть и подстричь перед введением в общую популяцию и окружающую среду. [6] Регулярные еженедельные ванны для ног, содержащие цинк, медь или формол, снижают заболеваемость D. nodosus . [8] [3] [6]

В районах с эндемичными сообщениями о заболевании протокол вакцинации также эффективен для снижения заболеваемости в стаде, а одновременное использование с инфекцией ускорит время выздоровления. [3] [6] [8] Эффективность вакцин зависит от типа используемой вакцины, а также от штамма D. nodosus , присутствующего на ферме, поэтому их следует использовать в сочетании с другими профилактическими мерами. [6] [8]

Врожденная резистентность была обнаружена у некоторых пород овец с измененной конструкцией копыт, и, следовательно, снижение заболеваемости может быть достигнуто путем селективного разведения и скрещивания. [10] [8]

Известные штаммы

Ссылки

  1. ^ "Межпальцевый дерматит (устойчивая копытная гниль, шламовая пятка, ожог) у крупного рогатого скота". Ветеринарное руководство Merck. Сентябрь 2015 г. Получено 26 июня 2016 г.
  2. ^ abcdef McPherson AS, Dhungyel OP, Whittington RJ (апрель 2018 г.). «Обнаружение и серогруппирование инфекции Dichelobacter nodosus с помощью прямой ПЦР из мазков с поражений для поддержки специфической вакцинации против вирулентной копытной гнили у овец». Журнал клинической микробиологии . 56 (4): e01730–17. doi :10.1128/jcm.01730-17. PMC 5869834 . PMID  29436426. 
  3. ^ abcdefghijklmnopqrs Kraft AF, Strobel H, Hilke J, Steiner A, Kuhnert P (январь 2020 г.). «Распространенность Dichelobacter nodosus в стадах овец, не страдающих клинически от копытной гнили: сравнительное полевое исследование стратегий устранения». BMC Veterinary Research . 16 (1): 21. doi : 10.1186/s12917-020-2243-8 . PMC 6977287. PMID  31969162 . 
  4. ^ abcd "ANZSDP-Ovine-footrot.pdf". Правительство Австралии . 2020.
  5. ^ abcdefghijklmno Пессанит Л., Нири М., Хатченс Т. (сентябрь 2009 г.). Копытная гниль у овец и коз. Науки о животных (отчет). Purdue Extension. AS-596-W.
  6. ^ abcdefghijklmnopqrstu vwxyz aa ab "Контагиозная копытная гниль у овец - мышечно-скелетная система". Ветеринарный справочник Merck . Получено 2020-11-07 .
  7. ^ abcdefghi Buller N, Eamens G (май 2014 г.). "Ovine Footrot" (PDF) . Правительство Австралии - Департамент сельского хозяйства, водных ресурсов и окружающей среды . Получено 4 октября 2020 г.
  8. ^ abcdefg Dhungyel O, Hunter J, Whittington R (май 2014). "Вакцины Foottrot и вакцинация". Vaccine . 32 (26): 3139–46. doi :10.1016/j.vaccine.2014.04.006. PMID  24736003.
  9. ^ abcdef Скотт П. (май 2012 г.). «Овечья копытная гниль». Животноводство . 17 (3): 37–40. doi :10.1111/j.2044-3870.2012.00114.x.
  10. ^ abcdefghij Caetano P, Bettencourt EV, Branco S (2018). "Обзор копытной гнили у овец" (PDF) . Журнал ветеринарной науки и животноводства . 6 (4): 405–13.
  11. ^ ab Bennett G, Hickford J, Sedcole R, Zhou H (август 2009 г.). «Dichelobacter nodosus, Fusobacterium necrophorum и эпидемиология копытной гнили». Anaerobe . 15 (4): 173–6. doi :10.1016/j.anaerobe.2009.02.002. PMID  19239925.
  12. ^ Kennan RM, Wong W, Dhungyel OP, Han X, Wong D, Parker D и др. (ноябрь 2010 г.). «Субтилизин-подобная протеаза AprV2 необходима для вирулентности и использует новый экзосайт с дисульфидной связью для связывания субстратов». PLOS Pathogens . 6 (11): e1001210. doi : 10.1371/journal.ppat.1001210 . PMC 2991261. PMID  21124876 . 
  13. ^ McPherson AS, Dhungyel OP, Whittington RJ (май 2017 г.). «Оценка генотипических и фенотипических тестов вирулентности протеазы при инфекции Dichelobacter nodosus у овец». Журнал клинической микробиологии . 55 (5): 1313–1326. doi : 10.1128/jcm.02403-16. PMC 5405250. PMID  28202796. 
  14. ^ Locher I, Giger L, Frosth S, Kuhnert P, Steiner A (май 2018 г.). «Потенциальные пути передачи Dichelobacter nodosus». Ветеринарная микробиология . 218 : 20–24. doi : 10.1016/j.vetmic.2018.03.024. PMID  29685216.
  15. ^ Almagro G, Viale AM, Montero M, Rahimpour M, Muñoz FJ, Baroja-Fernández E и др. (2015-01-21). "Сравнительный геномный и филогенетический анализ генов glg гамма-протеобактерий проследил происхождение оперона гликогена glgBXCAP Escherichia coli до последнего общего предка сестринских отрядов Enterobacteriales и Pasteurellales". PLOS ONE . ​​10 (1): e0115516. Bibcode :2015PLoSO..1015516A. doi : 10.1371/journal.pone.0115516 . PMC 4301808 . PMID  25607991. 
  16. ^ abc Witzany G, ред. (2011). "Биокоммуникация в почвенных микроорганизмах". Soil Biology . 23. doi :10.1007/978-3-642-14512-4. ISBN 978-3-642-14511-7. ISSN  1613-3382. S2CID  82969072.
  17. ^ abcd Clifton R, Giebel K, Liu NL, Purdy KJ, Green LE (октябрь 2019 г.). «Места персистенции Fusobacterium necrophorum и Dichelobacter nodosus: сдвиг парадигмы в понимании эпидемиологии копытной гнили у овец». Scientific Reports . 9 (1): 14429. Bibcode :2019NatSR...914429C. doi :10.1038/s41598-019-50822-9. PMC 6783547 . PMID  31594981. 
  18. ^ Witcomb LA, Green LE, Calvo-Bado LA, Russell CL, Smith EM, Grogono-Thomas R, Wellington EM (апрель 2015 г.). «Первое исследование патогенной нагрузки и локализации овечьей копытной гнили с использованием флуоресцентной гибридизации in situ (FISH)». Ветеринарная микробиология . 176 (3–4): 321–7. doi :10.1016/j.vetmic.2015.01.022. PMC 4366039. PMID  25742734 . 
  19. ^ Гилхуус М, Квитле Б, Л'Абе-Лунд ТМ, Ватн С, Йоргенсен HJ (май 2014 г.). «Недавно представленный штамм Dichelobacter nodosus вызвал вспышку копытной гнили в Норвегии». Acta Veterinaria Scandinavica . 56 (1): 29. дои : 10.1186/1751-0147-56-29 . ПМК 4046027 . ПМИД  24886510. 
  20. ^ Виммерсхофф, Дж.; Райзер-Дегиоргис, М.; Маррерос, Н.; Фрей, Дж.; Романенс, П.; Гендрон, К.; Оригги, ФК (май 2015 г.). «Вспышка тяжелой гнили копыт, связанной с доброкачественным Dichelobacter nodosus, в альпийской колонии козлов в Швейцарских Предальпах». Schweizer Archiv für Tierheilkunde . 157 (5): 277–84. дои : 10.17236/sat00021. ПМИД  26753343.
  21. ^ Плант Дж., Симан Дж., Эверс М. (июль 2017 г.). Копытная гниль у овец и коз (четвертое издание). Департамент первичной промышленности. Primefact 1533.
  22. ^ Billington SJ, Johnston JL, Rood JI (декабрь 1996 г.). «Области и факторы вирулентности возбудителя копытной гнили овец Dichelobacter nodosus». FEMS Microbiology Letters . 145 (2): 147–56. doi : 10.1111/j.1574-6968.1996.tb08570.x . PMID  8961550.
  23. ^ abcdef Stäuble A, Steiner A, Frey J, Kuhnert P (апрель 2014 г.). «Одновременное обнаружение и различение вирулентных и доброкачественных Dichelobacter nodosus у овец из стад, пораженных копытной гнилью, и из клинически здоровых стад методом конкурентной ПЦР в реальном времени». Журнал клинической микробиологии . 52 (4): 1228–31. doi :10.1128/JCM.03485-13. PMC 3993488 . PMID  24452162. 
  24. ^ abcd Pugh DG, Baird NN (май 2012). Sheep & Goat Medicine-E-Book . Elsevier Health Sciences. doi :10.1016/c2009-0-60474-8. ISBN 978-1-4377-2354-0.
  25. ^ ab "Диагностика копытной гнили" (PDF) . Департамент первичной промышленности Нового Южного Уэльса . 13 февраля 2007 г. . Получено 10 ноября 2020 г. .
  26. ^ abc Kennan RM, Han X, Porter CJ, Rood JI (ноябрь 2011 г.). «Патогенез копытной гнили овец». Ветеринарная микробиология . 153 (1–2): 59–66. doi :10.1016/j.vetmic.2011.04.005. PMID  21596496.
  27. ^ «Кодекс практики по уходу и обращению с овцами». www.nfacc.ca . Получено 2020-11-09 .

Внешние ссылки