stringtranslate.com

Система секреции типа III

Изображение изолированных игольчатых комплексов T3SS Salmonella typhimurium, сделанное трансмиссионным электронным микроскопом.

Система секреции типа III ( T3SS или TTSS ) является одной из бактериальных систем секреции, используемых бактериями для секреции своих эффекторных белков в клетки хозяина для содействия вирулентности и колонизации . [1] [2] Хотя система секреции типа III широко рассматривается как эквивалент инъекционной сомы , многие утверждают, что инъекционная система является лишь частью системы секреции типа III, которая также включает такие структуры, как жгутиковый экспортный аппарат. [3] T3SS представляет собой игольчатый белковый комплекс, обнаруженный у нескольких видов патогенных грамотрицательных бактерий .

Обзор

Термин «система секреции типа III» был придуман в 1993 году. [4] Эта система секреции отличается по крайней мере от пяти других систем секреции, обнаруженных у грамотрицательных бактерий . Многие бактерии, ассоциированные с животными и растениями, обладают сходными T3SS. Эти T3SS схожи в результате конвергентной эволюции, и филогенетический анализ подтверждает модель, в которой грамотрицательные бактерии могут передавать кассету гена T3SS горизонтально другим видам. Некоторые из наиболее изученных T3SS относятся к видам: [ нужна ссылка ]

T3SS состоит примерно из 30 различных белков, что делает его одной из самых сложных систем секреции. Его структура имеет много общего с бактериальными жгутиками (длинными, жесткими внеклеточными структурами, обеспечивающими подвижность ). Некоторые из белков, участвующих в ССТТ, имеют гомологию аминокислотной последовательности с жгутиковыми белками. Некоторые из бактерий, обладающих T3SS, также имеют жгутики и подвижны ( например, Salmonella ), а некоторые нет ( например, Shigella ). С технической точки зрения, секреция типа III используется как для секреции белков, связанных с инфекцией, так и для жгутиковых компонентов. Однако термин «секреция III типа» используется главным образом по отношению к инфекционному аппарату. Бактериальный жгутик имеет общего предка с системой секреции типа III. [5] [6]

T3SS необходимы для патогенности (способности заражать) многих патогенных бактерий. Дефекты T3SS могут сделать бактерию непатогенной. Было высказано предположение, что некоторые неинвазивные штаммы грамотрицательных бактерий утратили T3SS, поскольку энергетически дорогостоящая система больше не используется. [7] Хотя в прошлом традиционные антибиотики были эффективны против этих бактерий, постоянно появляются штаммы, устойчивые к антибиотикам . Понимание того, как работает T3SS, и разработка препаратов, специально нацеленных на него, стали важной целью многих исследовательских групп по всему миру с конца 1990-х годов.

Состав

Отличительной чертой ССТТ является игла [8] [9] (в более общем смысле, игольчатый комплекс ( NC ) или аппарат ССТТ ( T3SA ); также называемый инъекционной , когда АТФаза исключена; см. ниже). Бактериальные белки, которые необходимо секретировать, переходят из бактериальной цитоплазмы через иглу непосредственно в цитоплазму хозяина. Две цитоплазмы разделяют три мембраны : двойные мембраны (внутренняя и внешняя) грамотрицательных бактерий и эукариотическая мембрана. Игла обеспечивает плавное прохождение через эти высокоселективные и почти непроницаемые мембраны. У одной бактерии может быть несколько сотен игольчатых комплексов, распределенных по мембране. Было высказано предположение, что игольчатый комплекс является универсальным признаком всех ССТТ патогенных бактерий. [10]

Игольчатый комплекс начинается в цитоплазме бактерии, пересекает две мембраны и выступает из клетки. Часть, закрепленная в мембране, является основанием (или базальным тельцем ) ССТТ. Внеклеточная часть — игла. Так называемый внутренний стержень соединяет иглу с основанием. Сама игла, хотя и является самой большой и заметной частью ССТТ, состоит из множества единиц одного белка. Таким образом, большинство различных белков ССТТ — это те, которые создают основу, и те, которые секретируются в организм хозяина. Как упоминалось выше, комплекс игл имеет сходство с бактериальными жгутиками. Точнее, основание игольчатого комплекса структурно очень похоже на основание жгутика; сама игла аналогична жгутиковому крючку — структуре, соединяющей основание с жгутиковой нитью. [11] [12]

Основание состоит из нескольких круглых колец и является первой структурой, построенной в новом игольчатом комплексе. Как только основание готово, оно служит машиной для секреции внешних белков (иглы). Как только весь комплекс завершен, система переключается на секрецию белков, предназначенных для доставки в клетки-хозяева. Предполагается, что игла построена снизу вверх; единицы белка -мономера иглы накапливаются друг на друге, так что единица на кончике иглы добавляется последней. Игольчатая субъединица является одним из самых маленьких белков ССТТ, ее масса составляет около 9 кДа . Каждая игла состоит из 100–150 субъединиц.

Игла T3SS имеет длину около 60–80 нм и внешнюю ширину 8 нм. Он должен иметь минимальную длину, чтобы другие внеклеточные бактериальные структуры ( например, адгезины и слой липополисахарида ) не мешали секреции. Отверстие иглы имеет диаметр 3 нм. Большинство свернутых эффекторных белков слишком велики, чтобы пройти через отверстие иглы, поэтому большинство секретируемых белков должны проходить через иглу в развернутом виде , и эту задачу выполняет АТФаза в основании структуры. [13]

белки ССТТ

Схема отдельных субструктур игольчатого комплекса Salmonella typhimurium.

Белки T3SS можно разделить на три категории:

Большинство генов ССТТ расположены в оперонах . Эти опероны расположены на бактериальной хромосоме у некоторых видов и на специальной плазмиде у других видов. У сальмонеллы , например, есть хромосомная область, в которой собрано большинство генов ССТТ, так называемый остров патогенности сальмонеллы ( SPI ). Шигеллы , с другой стороны, имеют большую вирулентную плазмиду, на которой расположены все гены ССТТ. Важно отметить, что многие острова патогенности и плазмиды содержат элементы, которые позволяют осуществлять частый горизонтальный перенос генов острова/плазмиды новому виду.

Эффекторные белки, которые должны секретироваться через иглу, должны быть распознаны системой, поскольку они плавают в цитоплазме вместе с тысячами других белков. Распознавание осуществляется посредством сигнала секреции — короткой последовательности аминокислот, расположенной в начале ( N-конце ) белка (обычно в пределах первых 20 аминокислот), которую игольчатый комплекс способен распознавать. В отличие от других систем секреции, сигнал секреции белков T3SS никогда не отщепляется от белка.

Индукция секреции

Контакт иглы с клеткой-хозяином запускает секрецию T3SS; [14] об этом триггерном механизме известно немногое (см. ниже). Секрецию также можно индуцировать путем снижения концентрации ионов кальция в питательной среде (для иерсиний и псевдомонад ; это делается путем добавления хелатора , такого как ЭДТА или ЭГТА ) и путем добавления ароматического красителя Конго красный в питательную среду (для шигелл ). например. Эти и другие методы используются в лабораториях для искусственного индуцирования секреции III типа.

Индукция секреции внешними стимулами, помимо контакта с клетками-хозяевами, также происходит in vivo , в инфицированных организмах. Бактерии воспринимают такие сигналы, как температура , pH , осмолярность и уровень кислорода , и используют их, чтобы «решить», активировать ли свой T3SS. Например, сальмонелла может лучше размножаться и проникать в подвздошную кишку , чем в слепую кишку животных . Бактерии могут знать, где они находятся, благодаря различным ионам, присутствующим в этих регионах; подвздошная кишка содержит формиат и ацетат , а слепая кишка - нет. Бактерии чувствуют эти молекулы, определяют, что они находятся в подвздошной кишке, и активируют свой механизм секреции. Молекулы, присутствующие в слепой кишке, такие как пропионат и бутират , оказывают негативное воздействие на бактерии и подавляют секрецию. Холестерин , липид , обнаруженный в мембранах большинства эукариотических клеток, способен индуцировать секрецию шигелл .

Перечисленные выше внешние сигналы регулируют секрецию либо напрямую, либо посредством генетического механизма. Известно несколько транскрипционных факторов , регулирующих экспрессию генов ССТТ. Некоторые из шаперонов, связывающих эффекторы T3SS, также действуют как факторы транскрипции. Был предложен механизм обратной связи: когда бактерия не секретирует, ее эффекторные белки связываются с шаперонами и плавают в цитоплазме. Когда начинается секреция, шапероны отделяются от эффекторов, а последние секретируются и покидают клетку. Одиночные шапероны затем действуют как факторы транскрипции, связываясь с генами, кодирующими их эффекторы, и индуцируя их транскрипцию и, таким образом, производство большего количества эффекторов.

Было предложено, чтобы структуры, подобные инъексомам Type3SS, соединяли наружные и внутренние мембраны грамотрицательных бактерий, чтобы помочь высвободить везикулы внешней мембраны, предназначенные для доставки бактериальных секретов к эукариотическому хозяину или другим клеткам-мишеням in vivo. [15]

T3SS-опосредованная инфекция

Эффекторы ССТТ входят в комплекс иглы у основания и продвигаются внутрь иглы к клетке-хозяину. Точный путь проникновения эффекторов в хозяина в основном неизвестен. Ранее предполагалось, что игла сама по себе способна проколоть отверстие в мембране клетки-хозяина; эта теория была опровергнута. Теперь ясно, что некоторые эффекторы, называемые транслокаторами , секретируются первыми и образуют пору или канал ( транслокон ) в мембране клетки-хозяина, через который могут проникнуть другие эффекторы. Мутировавшие бактерии, у которых отсутствуют транслокаторы, способны секретировать белки, но не способны доставлять их в клетки-хозяева. В целом каждый T3SS включает в себя три транслокатора. Некоторые транслокаторы выполняют двойную роль; после участия в образовании пор они проникают в клетку и действуют как настоящие эффекторы.

Эффекторы ССТТ манипулируют клетками-хозяевами несколькими способами. Наиболее поразительным эффектом является усиление поглощения бактерии клеткой-хозяином. Многие бактерии, обладающие T3SS, должны проникать в клетки-хозяева для репликации и распространения инфекции. Эффекторы, которые они вводят в клетку-хозяина, заставляют хозяина поглотить бактерию и практически «съесть» ее. Чтобы это произошло, бактериальные эффекторы манипулируют механизмом полимеризации актина клетки-хозяина. Актин является компонентом цитоскелета , а также участвует в подвижности и изменении формы клеток. Благодаря своим эффекторам T3SS бактерия может использовать собственные механизмы клетки-хозяина в своих целях. Как только бактерия проникает в клетку, она может легче секретировать другие эффекторы, проникать в соседние клетки и быстро инфицировать всю ткань .

Также было показано, что эффекторы T3SS вмешиваются в клеточный цикл хозяина, и некоторые из них способны индуцировать апоптоз . Одним из наиболее изученных эффекторов ССТТ является IpaB из Shigella flexneri . Он выполняет двойную роль: как транслокатор, создавая поры в мембране клетки-хозяина, так и как эффектор, оказывающий множественные вредные воздействия на клетку-хозяина. Было продемонстрировано, что IpaB индуцирует апоптоз макрофагов — клеток иммунной системы животных — после их поглощения. [16] Позже было показано, что IpaB достигает этого путем взаимодействия с каспазой 1 , основным регуляторным белком в эукариотических клетках. [17]

Another well characterized class of T3SS effectors are Transcription Activator-like effectors (TAL effectors) from Xanthomonas. When injected into plants, these proteins can enter the nucleus of the plant cell, bind plant promoter sequences, and activate transcription of plant genes that aid in bacterial infection.[18] TAL effector-DNA recognition has recently been demonstrated to comprise a simple code[19][20] and this has greatly improved the understanding of how these proteins can alter the transcription of genes in the host plant cells.

Unresolved issues

The topology and organization of the Salmonella needle complex.[21]

Hundreds of articles on T3SS have been published since the mid-nineties. However, numerous issues regarding the system remain unresolved:

Nomenclature of T3SS proteins

Flagellum of Gram-negative bacteria. The rings of the base are very similar to needle-complex rings, although the existence of a C-ring in the needle complex has not been proven. The flagellar hook is homologous to the T3SS needle

Since the beginning of the 1990s new T3SS proteins are being found in different bacterial species at a steady rate. Abbreviations have been given independently for each series of proteins in each organism, and the names usually do not reveal much about the protein's function. Some proteins discovered independently in different bacteria have later been shown to be homologous; the historical names, however, have mostly been kept, a fact that might cause confusion. For example, the proteins SicA, IpgC and SycD are homologs from Salmonella, Shigella and Yersinia, respectively, but the last letter (the "serial number") in their name does not show that.

Below is a summary of the most common protein-series names in several T3SS-containing species. Note that these names include proteins that form the T3SS machinery as well as the secreted effector proteins:

Following those abbreviations is a letter or a number. Letters usually denote a "serial number", either the chronological order of discovery or the physical order of appearance of the gene in an operon. Numbers, the rarer case, denote the molecular weight of the protein in kDa. Examples: IpaA, IpaB, IpaC; MxiH, MxiG, MxiM; Spa9, Spa47.

Several key elements appear in all T3SSs: the needle monomer, the inner rod of the needle, the ring proteins, the two translocators, the needle-tip protein, the ruler protein (which is thought to determine the needle's length; see above) and the ATPase, which supplies energy for secretion. The following table shows some of these key proteins in four T3SS-containing bacteria:

Methods employed in T3SS research

Isolation of T3SS needle complexes

The isolation of large, fragile, hydrophobic membrane structures from cells has constituted a challenge for many years. By the end of the 1990s, however, several approaches have been developed for the isolation of T3SS NCs. In 1998 the first NCs were isolated from Salmonella typhimurium.[29]

For the isolation, bacteria are grown in a large volume of liquid growth medium until they reach log phase. They are then centrifuged; the supernatant (the medium) is discarded and the pellet (the bacteria) is resuspended in a lysis buffer typically containing lysozyme and sometimes a detergent such as LDAO or Triton X-100. This buffer disintegrates the cell wall. After several rounds of lysis and washing, the opened bacteria are subjected to a series of ultracentrifugations. This treatment enriches large macromolecular structures and discards smaller cell components. Optionally, the final lysate is subjected to further purification by CsCl density gradient.

An additional approach for further purification uses affinity chromatography. Recombinant T3SS proteins that carry a protein tag (a histidine tag, for instance) are produced by molecular cloning and then introduced (transformed) into the researched bacteria. After initial NC isolation, as described above, the lysate is passed through a column coated with particles with high affinity to the tag (in the case of histidine tags: nickel ions). The tagged protein is retained in the column, and with it the entire needle complex. High degrees of purity can be achieved using such methods. This purity is essential for many delicate assays that have been used for NC characterization.

Type III effectors were known since the beginning of the 1990s, but the way in which they are delivered into host cells was a complete mystery. The homology between many flagellar and T3SS proteins led researchers to suspects the existence of an outer T3SS structure similar to flagella. The identification and subsequent isolation of the needle structure enabled researchers to:

Microscopy, crystallography and solid-state NMR

As with almost all proteins, the visualization of T3SS NCs is only possible with electron microscopy. The first images of NCs (1998) showed needle structures protruding from the cell wall of live bacteria and flat, two-dimensional isolated NCs.[29] In 2001 images of NCs from Shigella flexneri were digitally analyzed and averaged to obtain a first semi-3D structure of the NC.[8] The helical structure of NCs from Shigella flexneri was resolved at a resolution of 16 Å using X-ray fiber diffraction in 2003,[30] and a year later a 17-Å 3D structure of NCs from Salmonella typhimurium was published.[31] Recent advances and approaches have allowed high-resolution 3D images of the NC,[32][33] further clarifying the complex structure of the NC.

Numerous T3SS proteins have been crystallized over the years. These include structural proteins of the NC, effectors and chaperones. The first structure of a needle-complex monomer was NMR structure of BsaL from "Burkholderia pseudomallei" and later the crystal structure of MixH from Shigella flexneri, which were both resolved in 2006.[34][35]

In 2012, a combination of recombinant wild-type needle production, solid-state NMR, electron microscopy[36] and Rosetta modeling revealed the supramolecular interfaces and ultimately the complete atomic structure of the Salmonella typhimurium T3SS needle.[37] It was shown that the 80-residue PrgI subunits form a right-handed helical assembly with roughly 11 subunits per two turns, similar to that of the flagellum of Salmonella typhimurium. The model also revealed an extended amino-terminal domain that is positioned on the surface of the needle, while the highly conserved carboxy terminus points towards the lumen.[37]

Proteomics

Several methods have been employed in order to identify the array of proteins that comprise the T3SS. Isolated needle complexes can be separated with SDS-PAGE. The bands that appear after staining can be individually excised from the gel and analyzed using protein sequencing and mass spectrometry. The structural components of the NC can be separated from each other (the needle part from the base part, for instance), and by analyzing those fractions the proteins participating in each one can be deduced. Alternatively, isolated NCs can be directly analyzed by mass spectrometry, without prior electrophoresis, in order to obtain a complete picture of the NC proteome.

Genetic and functional studies

The T3SS in many bacteria has been manipulated by researchers. Observing the influence of individual manipulations can be used to draw insights into the role of each component of the system. Examples of manipulations are:

Manipulation of T3SS components can have influence on several aspects of bacterial function and pathogenicity. Examples of possible influences:

Inhibitors of the T3SS

A few compounds have been discovered that inhibit the T3SS in gram-negative bacteria, including the guadinomines which are naturally produced by Streptomyces species.[38] Monoclonal antibodies have been developed that inhibit the T3SS too.[39] Aurodox, an antibiotic capable of inhibiting the translation of T3SS proteins has been shown to able to prevent T3SS effectors in vitro and in animal models[40][41]

Type III signal peptide prediction tools

References

  1. ^ Lara-Tejero M, Galán JE (March 2019). "The Injectisome, a Complex Nanomachine for Protein Injection into Mammalian Cells". EcoSal Plus. 8 (2). doi:10.1128/ecosalplus.ESP-0039-2018. PMC 6450406. PMID 30942149.
  2. ^ McHugh RE, O'Boyle N, Connolly JP, Hoskisson PA, Roe AJ (February 2019). "Characterization of the Mode of Action of Aurodox, a Type III Secretion System Inhibitor from Streptomyces goldiniensis". Infection and Immunity. 87 (2): e00595–18. doi:10.1128/IAI.00595-18. PMC 6346137. PMID 30455200.
  3. ^ Halte M, Erhardt M (January 2021). "Protein Export via the Type III Secretion System of the Bacterial Flagellum". Biomolecules. 11 (2): 186. doi:10.3390/biom11020186. PMC 7911332. PMID 33572887.
  4. ^ Salmond GP, Reeves PJ (January 1993). "Membrane traffic wardens and protein secretion in gram-negative bacteria". Trends in Biochemical Sciences. 18 (1): 7–12. doi:10.1016/0968-0004(93)90080-7. PMID 8438237.
  5. ^ a b Gophna U, Ron EZ, Graur D (July 2003). "Bacterial type III secretion systems are ancient and evolved by multiple horizontal-transfer events". Gene. 312: 151–163. doi:10.1016/S0378-1119(03)00612-7. PMID 12909351.
  6. ^ Nguyen L, Paulsen IT, Tchieu J, Hueck CJ, Saier MH (April 2000). "Phylogenetic analyses of the constituents of Type III protein secretion systems". Journal of Molecular Microbiology and Biotechnology. 2 (2): 125–144. PMID 10939240.
  7. ^ Gong H, Vu GP, Bai Y, Yang E, Liu F, Lu S (January 2010). "Differential expression of Salmonella type III secretion system factors InvJ, PrgJ, SipC, SipD, SopA and SopB in cultures and in mice". Microbiology. 156 (Pt 1): 116–127. doi:10.1099/mic.0.032318-0. PMC 2889428. PMID 19762438.
  8. ^ a b Blocker A, Jouihri N, Larquet E, Gounon P, Ebel F, Parsot C, et al. (February 2001). "Structure and composition of the Shigella flexneri "needle complex", a part of its type III secreton". Molecular Microbiology. 39 (3): 652–663. doi:10.1046/j.1365-2958.2001.02200.x. PMID 11169106.
  9. ^ Galán JE, Wolf-Watz H (November 2006). "Protein delivery into eukaryotic cells by type III secretion machines". Nature. 444 (7119): 567–573. Bibcode:2006Natur.444..567G. doi:10.1038/nature05272. PMID 17136086. S2CID 4411244.
  10. ^ Pallen MJ, Bailey CM, Beatson SA (April 2006). "Evolutionary links between FliH/YscL-like proteins from bacterial type III secretion systems and second-stalk components of the FoF1 and vacuolar ATPases". Protein Science. 15 (4): 935–941. doi:10.1110/ps.051958806. PMC 2242474. PMID 16522800.
  11. ^ Aizawa SI (August 2001). "Bacterial flagella and type III secretion systems". FEMS Microbiology Letters. 202 (2): 157–164. doi:10.1111/j.1574-6968.2001.tb10797.x. PMID 11520608.
  12. ^ Doolittle WF, Zhaxybayeva O (July 2007). "Evolution: reducible complexity -- the case for bacterial flagella". Current Biology. 17 (13): R510–R512. doi:10.1016/j.cub.2007.05.003. PMID 17610831. S2CID 17452659.
  13. ^ Akeda Y, Galán JE (October 2005). "Chaperone release and unfolding of substrates in type III secretion". Nature. 437 (7060): 911–915. Bibcode:2005Natur.437..911A. doi:10.1038/nature03992. PMID 16208377. S2CID 4355750.
  14. ^ Kimbrough TG, Miller SI (September 2000). "Contribution of Salmonella typhimurium type III secretion components to needle complex formation". Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (20): 11008–11013. Bibcode:2000PNAS...9711008K. doi:10.1073/pnas.200209497. PMC 27139. PMID 10984518.
  15. ^ YashRoy RC (2003). "Eucaryotic cell intoxication by gram-negative pathogens: A novel bacterial outermembrane-bound nanovesicular exocytosis model for Type III secretion system". Toxicology International. 10 (1): 1–9.
  16. ^ Zychlinsky A, Kenny B, Ménard R, Prévost MC, Holland IB, Sansonetti PJ (February 1994). "IpaB mediates macrophage apoptosis induced by Shigella flexneri". Molecular Microbiology. 11 (4): 619–627. doi:10.1111/j.1365-2958.1994.tb00341.x. PMID 8196540. S2CID 40167923.
  17. ^ Hilbi H, Moss JE, Hersh D, Chen Y, Arondel J, Banerjee S, et al. (December 1998). "Shigella-induced apoptosis is dependent on caspase-1 which binds to IpaB". The Journal of Biological Chemistry. 273 (49): 32895–32900. doi:10.1074/jbc.273.49.32895. PMID 9830039.
  18. ^ Boch J, Bonas U (2010). "Xanthomonas AvrBs3 family-type III effectors: discovery and function". Annual Review of Phytopathology. 48: 419–436. doi:10.1146/annurev-phyto-080508-081936. PMID 19400638.
  19. ^ Moscou MJ, Bogdanove AJ (December 2009). "A simple cipher governs DNA recognition by TAL effectors". Science. 326 (5959): 1501. Bibcode:2009Sci...326.1501M. doi:10.1126/science.1178817. PMID 19933106. S2CID 6648530.
  20. ^ Boch J, Scholze H, Schornack S, Landgraf A, Hahn S, Kay S, et al. (December 2009). "Breaking the code of DNA binding specificity of TAL-type III effectors". Science. 326 (5959): 1509–1512. Bibcode:2009Sci...326.1509B. doi:10.1126/science.1178811. PMID 19933107. S2CID 206522347.
  21. ^ Schraidt O, Lefebre MD, Brunner MJ, Schmied WH, Schmidt A, Radics J, et al. (April 2010). Stebbins CE (ed.). "Topology and organization of the Salmonella typhimurium type III secretion needle complex components". PLOS Pathogens. 6 (4): e1000824. doi:10.1371/journal.ppat.1000824. PMC 2848554. PMID 20368966.
  22. ^ Grynberg M, Godzik A (April 2009). Stebbins CE (ed.). "The signal for signaling, found". PLOS Pathogens. 5 (4): e1000398. doi:10.1371/journal.ppat.1000398. PMC 2668190. PMID 19390616.
  23. ^ Yu XJ, McGourty K, Liu M, Unsworth KE, Holden DW (May 2010). "pH sensing by intracellular Salmonella induces effector translocation". Science. 328 (5981): 1040–1043. Bibcode:2010Sci...328.1040Y. doi:10.1126/science.1189000. hdl:10044/1/19679. PMC 6485629. PMID 20395475.
  24. ^ Medini D, Covacci A, Donati C (December 2006). "Protein homology network families reveal step-wise diversification of Type III and Type IV secretion systems". PLOS Computational Biology. 2 (12): e173. Bibcode:2006PLSCB...2..173M. doi:10.1371/journal.pcbi.0020173. PMC 1676029. PMID 17140285.
  25. ^ a b Saier MH (March 2004). "Evolution of bacterial type III protein secretion systems". Trends in Microbiology. 12 (3): 113–115. doi:10.1016/j.tim.2004.01.003. PMID 15001186.
  26. ^ McCann HC, Guttman DS (2008). "Evolution of the type III secretion system and its effectors in plant-microbe interactions". The New Phytologist. 177 (1): 33–47. doi:10.1111/j.1469-8137.2007.02293.x. PMID 18078471.
  27. ^ Abby SS, Rocha EP (September 2012). "The non-flagellar type III secretion system evolved from the bacterial flagellum and diversified into host-cell adapted systems". PLOS Genetics. 8 (9): e1002983. doi:10.1371/journal.pgen.1002983. PMC 3459982. PMID 23028376.
  28. ^ Moran NA (February 2001). "Bacterial menageries inside insects". Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (4): 1338–1340. Bibcode:2001PNAS...98.1338M. doi:10.1073/pnas.98.4.1338. PMC 33380. PMID 11171951.
  29. ^ a b Kubori T, Matsushima Y, Nakamura D, Uralil J, Lara-Tejero M, Sukhan A, et al. (April 1998). "Supramolecular structure of the Salmonella typhimurium type III protein secretion system". Science. 280 (5363): 602–605. Bibcode:1998Sci...280..602K. doi:10.1126/science.280.5363.602. PMID 9554854.
  30. ^ Cordes FS, Komoriya K, Larquet E, Yang S, Egelman EH, Blocker A, Lea SM (May 2003). "Helical structure of the needle of the type III secretion system of Shigella flexneri". The Journal of Biological Chemistry. 278 (19): 17103–17107. doi:10.1074/jbc.M300091200. PMID 12571230.
  31. ^ Marlovits TC, Kubori T, Sukhan A, Thomas DR, Galán JE, Unger VM (November 2004). "Structural insights into the assembly of the type III secretion needle complex". Science. 306 (5698): 1040–1042. Bibcode:2004Sci...306.1040M. doi:10.1126/science.1102610. PMC 1459965. PMID 15528446.
  32. ^ Sani M, Allaoui A, Fusetti F, Oostergetel GT, Keegstra W, Boekema EJ (2007). "Structural organization of the needle complex of the type III secretion apparatus of Shigella flexneri" (PDF). Micron. 38 (3): 291–301. doi:10.1016/j.micron.2006.04.007. hdl:11370/9ee8c380-a931-4313-89cf-d9faa49cdf3b. PMID 16920362.
  33. ^ Hodgkinson JL, Horsley A, Stabat D, Simon M, Johnson S, da Fonseca PC, et al. (May 2009). "Three-dimensional reconstruction of the Shigella T3SS transmembrane regions reveals 12-fold symmetry and novel features throughout". Nature Structural & Molecular Biology. 16 (5): 477–485. doi:10.1038/nsmb.1599. PMC 2681179. PMID 19396171.
  34. ^ Zhang L, Wang Y, Picking WL, Picking WD, De Guzman RN (June 2006). "Solution structure of monomeric BsaL, the type III secretion needle protein of Burkholderia pseudomallei". Journal of Molecular Biology. 359 (2): 322–330. doi:10.1016/j.jmb.2006.03.028. PMID 16631790.
  35. ^ Deane JE, Roversi P, Cordes FS, Johnson S, Kenjale R, Daniell S, et al. (August 2006). "Molecular model of a type III secretion system needle: Implications for host-cell sensing". Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (33): 12529–12533. Bibcode:2006PNAS..10312529D. doi:10.1073/pnas.0602689103. PMC 1567912. PMID 16888041.
  36. ^ Galkin VE, Schmied WH, Schraidt O, Marlovits TC, Egelman EH (March 2010). "The structure of the Salmonella typhimurium type III secretion system needle shows divergence from the flagellar system". Journal of Molecular Biology. 396 (5): 1392–1397. doi:10.1016/j.jmb.2010.01.001. PMC 2823972. PMID 20060835.
  37. ^ a b Loquet A, Sgourakis NG, Gupta R, Giller K, Riedel D, Goosmann C, et al. (May 2012). "Atomic model of the type III secretion system needle". Nature. 486 (7402): 276–279. Bibcode:2012Natur.486..276L. doi:10.1038/nature11079. PMC 3598588. PMID 22699623.
  38. ^ Holmes TC, May AE, Zaleta-Rivera K, Ruby JG, Skewes-Cox P, Fischbach MA, et al. (October 2012). "Molecular insights into the biosynthesis of guadinomine: a type III secretion system inhibitor". Journal of the American Chemical Society. 134 (42): 17797–17806. doi:10.1021/ja308622d. PMC 3483642. PMID 23030602.
  39. ^ Theuretzbacher U, Piddock LJ (July 2019). "Non-traditional Antibacterial Therapeutic Options and Challenges". Cell Host & Microbe. 26 (1): 61–72. doi:10.1016/j.chom.2019.06.004. PMID 31295426.
  40. ^ Pylkkö T, Ilina P, Tammela P (May 2021). "Development and validation of a high-content screening assay for inhibitors of enteropathogenic E. coli adhesion". Journal of Microbiological Methods. 184: 106201. doi:10.1016/j.mimet.2021.106201. PMID 33713725.
  41. ^ Kimura K, Iwatsuki M, Nagai T, Matsumoto A, Takahashi Y, Shiomi K, et al. (February 2011). "A small-molecule inhibitor of the bacterial type III secretion system protects against in vivo infection with Citrobacter rodentium". The Journal of Antibiotics. 64 (2): 197–203. doi:10.1038/ja.2010.155. PMID 21139624.

Further reading