stringtranslate.com

Канальный родопсин

Каналродопсины — это подсемейство ретинилиденовых белков ( родопсинов ), которые функционируют как светозависимые ионные каналы . [1] Они служат сенсорными фоторецепторами у одноклеточных зеленых водорослей , контролируя фототаксис : движение в ответ на свет. [2] Экспрессируясь в клетках других организмов, они позволяют свету контролировать электрическую возбудимость , внутриклеточную кислотность , приток кальция и другие клеточные процессы (см. оптогенетика ). Каналродопсин-1 (ChR1) и Каналродопсин-2 (ChR2) из ​​модельного организма Chlamydomonas Reinhardtii являются первыми обнаруженными канальными родопсинами. Варианты, чувствительные к разным цветам света или селективные к определенным ионам (ACR, KCR), были клонированы из других видов водорослей и простейших .

История

Фототаксис и фотоориентация микроводорослей изучаются более ста лет во многих лабораториях мира. В 1980 году Кен Фостер разработал первую последовательную теорию функциональности глаз водорослей. [3] Он также проанализировал опубликованные спектры действия и дополнил слепые клетки ретиналем и его аналогами, что привело к выводу, что фоторецептором двигательных реакций у Chlorophyceae является родопсин . [4]

Фототоки Chlorophyceae Haematococcus pluvialis и Chlamydomonas reinhardtii изучались на протяжении многих лет в группах Олега Синещекова и Питера Гегемана . [5] [6] На основании спектроскопии действия и одновременной регистрации фототоков и биения жгутиков было установлено, что токи фоторецепторов и последующие движения жгутиков опосредуются родопсином и контролируют фототаксис и фотофобические реакции. Чрезвычайно быстрое нарастание тока фоторецептора после кратковременной световой вспышки привело к выводу, что родопсин и канал тесно связаны в белковом комплексе или даже в пределах одного белка. [7] [8]

Название «каналродопсин» было придумано, чтобы подчеркнуть это необычное свойство, и последовательности были переименованы соответствующим образом. Нуклеотидные последовательности родопсинов, которые теперь называются канальными родопсинами ChR1 и ChR2, были наконец обнаружены в ходе крупномасштабного проекта секвенирования EST у C.rainhardtii . Независимая подача одних и тех же последовательностей в GenBank тремя исследовательскими группами привела к путанице в отношении их названий: имена коп-3 и коп-4 использовались для первоначального представления группой Хегемана; [9] csoA и csoB группы Спудича; [2] и acop-1 и acop-2 группы Такахаши. [10] Было обнаружено, что обе последовательности функционируют как однокомпонентные активируемые светом катионные каналы в ооцитах Xenopus и клетках почек человека (HEK). [1] [11]

Их роль в генерации фоторецепторных токов в клетках водорослей охарактеризовали Олег Синещеков, Кванг-Хван Юнг и Джон Спудич [2] , а также Питер Бертольд и Питер Хегеманн. [12]

Состав

Кристаллическая структура канального родопсина. ПКБ 3ug9 [13]

По строению каналородопсины представляют собой ретинилиденовые белки . Они представляют собой семитрансмембранные белки , подобные родопсину , и содержат светоизомеризуемый хромофор all - trans - retinal ( альдегидное производное витамина A ). Хромофор сетчатки ковалентно связан с остальной частью белка через протонированное основание Шиффа . В то время как большинство 7-трансмембранных белков представляют собой рецепторы, связанные с G-белком , которые открывают другие ионные каналы опосредованно через вторичные мессенджеры (т.е. они являются метаботропными ), канальные родопсины непосредственно формируют ионные каналы (т.е. они ионотропны ). [11] Это делает клеточную деполяризацию чрезвычайно быстрой, надежной и полезной для биоинженерии и нейробиологии, включая фотостимуляцию .

Функция

Схема слитой конструкции ChR2-RFP

Природный ChR2 («дикого типа») поглощает синий свет с максимумом спектра поглощения и действия при 480 нм. [14] Когда комплекс полностью транс -ретиналя поглощает фотон , он вызывает конформационные изменения с полностью транс-ретиналя на 13- цис -ретиналь. Это изменение приводит к появлению еще одного изменения в трансмембранном белке, открывая пору как минимум на 6 Å. В течение миллисекунд сетчатка возвращается в полностью транс-форму, закрывая поры и останавливая поток ионов. [11] Большинство природных канальных родопсинов представляют собой неспецифические катионные каналы (CCR), проводящие ионы H + , Na + , K + и Ca 2+ . Анион-проводящие каналородопсины (ACR) [15] и калий-селективные каналородпсины (HcKCR1, HcKCR2) [16] были подвергнуты структурному анализу для понимания их ионной селективности. [17] [18] ACR и KCR использовались для ингибирования активности нейронов. Недавно обнаруженные вирусные каналородопсины (VCR1) локализуются на мембране эндоплазматического ретикулума и при облучении приводят к высвобождению кальция. [19]

Развитие как молекулярный инструмент

В 2005 году три группы последовательно установили ChR2 в качестве инструмента для генетически направленного оптического дистанционного управления ( оптогенетики ) нейронами , нейронными цепями и поведением.

Сначала лаборатория Карла Дейсерота продемонстрировала, что ChR2 можно использовать для управления нейронами млекопитающих in vitro , достигая временной точности порядка миллисекунд (как с точки зрения задержки импульсов, так и с точки зрения временного джиттера). [20] Потому что всем опсинам необходим ретинал в качестве светочувствительного кофактора, и было неясно, будут ли центральные нервные клетки млекопитающих содержать достаточные уровни ретинала, но они это делают. Он также показал, несмотря на небольшую одноканальную проводимость, достаточную эффективность, чтобы стимулировать нейроны млекопитающих выше порога потенциала действия. Благодаря этому каналородопсин стал первым оптогенетическим инструментом, с помощью которого нейронную активность можно было контролировать с временной точностью, с которой работают нейроны (миллисекунды). Позже было опубликовано второе исследование, подтверждающее способность ChR2 контролировать активность нейронов позвоночных в спинном мозге кур. [21] Это исследование было первым, в котором ChR2 экспрессировался вместе с оптическим глушителем, в данном случае родопсином -4 позвоночных, что впервые продемонстрировало, что возбудимые клетки могут быть активированы и подавлены с использованием этих двух инструментов одновременно, освещая ткань на разных длинах волн. .

Было продемонстрировано, что ChR2, если он экспрессируется в определенных нейронах или мышечных клетках, может вызывать предсказуемое поведение, т.е. может контролировать нервную систему интактного животного, в данном случае беспозвоночного C. elegans . [22] Это был первый случай использования ChR2 для управления поведением животного в оптогенетическом эксперименте, в результате чего генетически определенный тип клеток стал объектом оптического дистанционного управления. Хотя оба аспекта были проиллюстрированы ранее в том же году группой Геро Мизенбека , использовавшей непрямо светозависимый ионный канал P2X2, [23] отныне микробные опсины, такие как каналродопсин, доминировали в области генетически направленного дистанционного контроля возбудимых клеток, благодаря мощности, скорости, нацеливаемости, простоте использования и временной точности прямой оптической активации, не требующей каких-либо внешних химических соединений, таких как клеточные лиганды. [24]

Чтобы преодолеть его принципиальные недостатки — небольшую одноканальную проводимость (особенно в установившемся режиме), ограничение одной оптимальной длиной волны возбуждения (~470 нм, синий), а также относительно длительное время восстановления, не позволяющее контролировать возбуждение нейронов выше 20–40 Гц — ChR2 оптимизирован с помощью генной инженерии . Точечная мутация H134R (замена аминокислоты гистидина в положении 134 нативного белка на аргинин) привела к увеличению стационарной проводимости, как описано в статье 2005 года, в которой также было установлено, что ChR2 является оптогенетическим инструментом у C. elegans . [22] В 2009 году лаборатория Роджера Циена оптимизировала ChR2 для дальнейшего увеличения стационарной проводимости и резко снизила десенсибилизацию за счет создания химер ChR1 и ChR2 и мутации определенных аминокислот, в результате чего появились ChEF и ChIEF, что позволило управлять поездами с потенциалы действия до 100 Гц. [25] [26] В 2010 году группы Хегемана и Дейссерота ввели мутацию E123T в нативный ChR2, что привело к образованию ХЭТА, которая имеет более быструю кинетику включения и выключения , что позволяет контролировать индивидуальные потенциалы действия на частотах до 200 Гц ( в соответствующих типах клеток). [27] [25]

Группы Хегемана и Дейссерота также обнаружили, что введение точечной мутации C128S делает полученное производное ChR2 инструментом ступенчатой ​​функции: после «включения» синего света ChR2 (C128S) остается в открытом состоянии до тех пор, пока его не переключят. выключение желтым светом – модификация, которая ухудшает временную точность, но увеличивает светочувствительность на два порядка. [28] Они также обнаружили и охарактеризовали VChR1 в многоклеточных водорослях Volvox carteri . VChR1 производит лишь крошечные фототоки, но со спектром поглощения, смещенным в красную сторону по сравнению с ChR2. [29] Используя части последовательности ChR1, амплитуда фототока позже была улучшена, чтобы обеспечить возбуждение двух популяций нейронов на двух разных длинах волн. [30]

Группа Дейссерота стала пионером во многих приложениях на живых животных, таких как генетически направленное дистанционное управление у грызунов in vivo , [31] оптогенетическая индукция обучения у грызунов, [32] экспериментальное лечение болезни Паркинсона у крыс, [33] [34] и в сочетании с фМРТ (опто-фМРТ). [35] Другие лаборатории стали пионерами в сочетании стимуляции ChR2 с визуализацией кальция для полностью оптических экспериментов, [36] картирования дальних [37] и локальных [38] нервных цепей, экспрессии ChR2 из трансгенного локуса – напрямую [39] ] или в условной парадигме Cre-lox [38] – а также двухфотонное возбуждение ChR2, позволяющее активировать отдельные клетки. [40] [41] [42]

В марте 2013 года Премия в области мозга (Европейская премия Греты Лундбек за исследования мозга) была совместно присуждена Бамбергу, Бойдену, Дейссероту, Хегеманну, Мизенбеку и Нагелю за «их изобретение и усовершенствование оптогенетики». [43] В том же году Хегеманн и Нагель получили премию Луи-Жанте в области медицины за «открытие каналородопсина». В 2015 году Бойден и Дейссерот получили Премию за прорыв в науках о жизни , а в 2020 году Мизенбёк, Хегеманн и Нагель получили премию Шоу в области наук о жизни и медицине за развитие оптогенетики.

Дизайнер-каналродопсины

Каналродопсины являются ключевыми инструментами оптогенетики . С-конец каналородопсина -2 простирается во внутриклеточное пространство и может быть заменен флуоресцентными белками, не влияя на функцию канала. Этот вид слитой конструкции может быть полезен для визуализации морфологии клеток, экспрессирующих ChR2, т.е. одновременно указывать, какие клетки помечены FP, и позволяет контролировать активность каналородопсином. [20] [36] Было показано, что точечные мутации вблизи ретинального связывающего кармана влияют на биофизические свойства каналородопсина, что приводит к появлению множества различных инструментов.

Кинетика

Закрытие канала после оптической активации можно существенно отсрочить за счет мутации белковых остатков C128 или D156. Эта модификация приводит к появлению сверхчувствительных канальных родопсинов, которые могут открываться импульсом синего света и закрываться импульсом зеленого или желтого света (опсины ступенчатой ​​функции). [28] [44] [30] Мутация остатка E123 ускоряет кинетику каналов (ChETA), и полученные мутанты ChR2 использовались для введения импульсов в нейроны с частотой до 200 Гц. [27] В целом, канальные родопсины с медленной кинетикой более светочувствительны на популяционном уровне, поскольку открытые каналы накапливаются с течением времени даже при низких уровнях освещенности.

Амплитуда фототока

Мутанты H134R и T159C демонстрируют повышенные фототоки, а комбинация T159 и E123 (ET/TC) имеет немного больший фототок и немного более быструю кинетику, чем ChR2 дикого типа. [45] ChIEF, химера и точечный мутант ChR1 и ChR2, демонстрирует большие фототоки, небольшую десенсибилизацию и кинетику, аналогичную ChR2 дикого типа. [25] Варианты с увеличенным открытым временем (ChR2-XXL) производят чрезвычайно большие фототоки и очень чувствительны к свету на популяционном уровне. [46]

Длина волны

Химерные канальные родопсины были разработаны путем объединения трансмембранных спиралей ChR1 и VChR1, что привело к развитию ChR с красными спектральными сдвигами (таких как C1V1 и ReaChR). [30] [47] ReaChR улучшил мембранный транспорт и сильную экспрессию в клетках млекопитающих и использовался для минимально инвазивной транскраниальной активации мотонейронов ствола мозга . Поиск гомологичных последовательностей в других организмах позволил получить спектрально улучшенные и более сильно смещенные в красную область каналородпсины (Chrimson). [48] ​​В сочетании с ChR2 эти желто-красные светочувствительные каналородопсины позволяют независимо управлять двумя популяциями нейронов с помощью световых импульсов разных цветов. [49] [50]

У водоросли Scherffelia dubia обнаружен синесмещенный каналродопсин . После некоторых разработок по улучшению движения и скорости мембраны полученный инструмент (CheRiff) производил большие фототоки при возбуждении 460 нм. [51] Он был объединен с генетически закодированным индикатором кальция jRCaMP1b [52] в полностью оптической системе под названием OptoCaMP. [53]

Ионная селективность

Большинство канальных родопсинов представляют собой неспецифические катионные каналы. При экспрессии в нейронах они проводят преимущественно ионы Na + и поэтому являются деполяризующими (возбуждающими). Были разработаны варианты с умеренной и высокой проницаемостью кальция (CatCh, CapChRs). [54] [55] K + -специфические канальные родопсины (KCRs, WiChR) недавно были обнаружены у различных простейших . [56] [57] При экспрессии в нейронах калий-селективные канальные родопсины гиперполяризуют мембрану при освещении, предотвращая генерацию спайков (ингибирующие).

Мутация Е90 на положительно заряженную аминокислоту аргинин превращает каналродопсин из неспецифического катионного канала в канал, проводящий хлориды (ChloC). [58] Селективность по Cl- была дополнительно улучшена за счет замены отрицательно заряженных остатков в порах канала, что сделало реверсивный потенциал более отрицательным. [59] [60] Родопсины анион-проводящих каналов (iChloC, iC++, Gt ACR) ингибируют спайки нейронов в клеточной культуре и у интактных животных при освещении синим светом. Кальций-селективные канальные родопсины были разработаны для активации кальций-зависимых ферментов в клетках. [61]

Приложения

Каналродопсины могут быть легко экспрессированы в возбудимых клетках, таких как нейроны, с использованием различных методов трансфекции (вирусная трансфекция , электропорация , генная пушка ) или в трансгенных животных . Светопоглощающий пигмент сетчатки присутствует в большинстве клеток ( позвоночных ) в виде витамина А , что позволяет фотостимулировать нейроны без добавления каких-либо химических соединений. До открытия канальных родопсинов нейробиологи ограничивались записью активности нейронов головного мозга и коррелированием этой активности с поведением. Этого недостаточно, чтобы доказать, что записанная нейронная активность действительно вызвала такое поведение. Управление сетями генетически модифицированных клеток с помощью света, новая область, известная как оптогенетика , позволяет исследователям теперь исследовать причинную связь между активностью в определенной группе нейронов и психическими событиями , например, принятием решений . Оптический контроль поведения был продемонстрирован на нематодах, плодовых мушках, рыбках данио и мышах. [62] [63] Недавно были созданы и обнаружены в природе хлорид-проводящие канальные родопсины . [15] [58] Эти инструменты можно использовать для подавления нейронов в клеточной культуре и у живых животных путем шунтирующего ингибирования . [59] [60]

Использование нескольких цветов света расширяет возможности оптогенетических экспериментов. Чувствительный к синему свету ChR2 и активируемый желтым светом хлоридный насос галородопсин вместе обеспечивают многоцветную оптическую активацию и подавление нейронной активности. [64] [65] Другая интересная пара — чувствительный к синему свету хлоридный канал Gt ACR2 [66] и чувствительный к красному свету катионный канал Chrimson [67] , которые объединены в один белок (BiPOLES) для двунаправленного контроля мембраны. потенциал. [68]

Используя флуоресцентно меченный ChR2, можно идентифицировать стимулируемые светом аксоны и синапсы . [36] Это полезно для изучения молекулярных событий во время индукции синаптической пластичности . [69] [70] Трансфицированные культивированные нейрональные сети можно стимулировать для выполнения некоторых желаемых действий для приложений в робототехнике и управлении. [71] ChR2 также использовался для картирования дальних связей от одной стороны мозга к другой, а также для картирования пространственного расположения входных данных на дендритном дереве отдельных нейронов. [37] [72]

В 2006 году сообщалось, что трансфекция Channelrhodopsin может восстановить зрение слепым мышам. [73]

Нейроны могут переносить экспрессию ChR в течение длительного времени, и несколько лабораторий тестируют оптогенетическую стимуляцию для решения медицинских задач. У слепых мышей зрительная функция может быть частично восстановлена ​​за счет экспрессии ChR2 во внутренних клетках сетчатки. [74] [75] В 2021 году чувствительный к красному свету ChR ChrimsonR был вирусно доставлен в глаза пациента-человека, страдающего дегенерацией сетчатки ( пигментный ретинит ), что привело к частичному восстановлению его зрения. [76] [77] Оптические кохлеарные имплантаты хорошо зарекомендовали себя в экспериментах на животных и в настоящее время проходят клинические испытания. [78] [79] [80] В будущем ChR могут найти еще больше медицинских применений, например, для глубокой стимуляции мозга у пациентов с болезнью Паркинсона или для контроля некоторых форм эпилепсии .

Рекомендации

  1. ^ аб Нагель Г., Оллиг Д., Фурманн М., Катерия С., Мусти А.М., Бамберг Э. и др. (июнь 2002 г.). «Канал родопсин-1: светозапираемый протонный канал в зеленых водорослях». Наука . 296 (5577): 2395–2398. Бибкод : 2002Sci...296.2395N. дои : 10.1126/science.1072068. PMID  12089443. S2CID  206506942.
  2. ^ abc Синещеков О.А., Юнг К.Х., Спудич Дж.Л. (июнь 2002 г.). «Два родопсина опосредуют фототаксис света низкой и высокой интенсивности у Chlamydomonas Reinhardtii». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 99 (13): 8689–8694. дои : 10.1073/pnas.122243399 . ПМК 124360 . ПМИД  12060707. 
  3. ^ Фостер К.В., Смит Р.Д. (декабрь 1980 г.). «Световые антенны в фототаксических водорослях». Микробиологические обзоры . 44 (4): 572–630. дои : 10.1128/мр.44.4.572-630.1980. ПМК 373196 . ПМИД  7010112. 
  4. ^ Фостер К.В., Саранак Дж., Патель Н., Зарилли Г., Окабе М., Клайн Т. и др. (октябрь 1984 г.). «Родопсин является функциональным фоторецептором фототаксиса у одноклеточных эукариот Chlamydomonas». Природа . 311 (5988): 756–759. Бибкод : 1984Natur.311..756F. дои : 10.1038/311756a0. PMID  6493336. S2CID  4263301.
  5. ^ Литвин Ф.Ф., Синещеков О.А., Синещеков В.А. (февраль 1978 г.). «Электрический потенциал фоторецептора в фототаксисе водоросли Haematococcus pluvialis». Природа . 271 (5644): 476–478. Бибкод : 1978Natur.271..476L. дои : 10.1038/271476a0. PMID  628427. S2CID  4165365.
  6. ^ Гарц Х., Хегеманн П. (июнь 1991 г.). «Токи кальция, регулируемые родопсином, у хламидомонады». Природа . 351 (6326): 489–491. Бибкод : 1991Natur.351..489H. дои : 10.1038/351489a0. S2CID  4309593.
  7. ^ Холланд Э.М., Браун Ф.Дж., Нонненгассер С., Харц Х., Хегеманн П. (февраль 1996 г.). «Природа фототоков, запускаемых родопсином, у хламидомонады. I. Кинетика и влияние двухвалентных ионов». Биофизический журнал . 70 (2): 924–931. Бибкод : 1996BpJ....70..924H. дои : 10.1016/S0006-3495(96)79635-2. ПМЦ 1224992 . ПМИД  8789109. 
  8. ^ Браун Ф.Дж., Хегеманн П. (март 1999 г.). «Две активируемые светом проводимости в глазу зеленой водоросли Volvox carteri». Биофизический журнал . 76 (3): 1668–1678. Бибкод : 1999BpJ....76.1668B. дои : 10.1016/S0006-3495(99)77326-1. ПМЦ 1300143 . ПМИД  10049347. 
  9. ^ Катерия, С. Фурманн, М. Хегеманн, П.: Прямая подача: Ген ретинсвязывающего белка Chlamydomonas reinhardtii (cop4); Инвентарный номер GenBank AF461397
  10. ^ Сузуки Т., Ямасаки К., Фудзита С., Ода К., Исеки М., Ёсида К. и др. (февраль 2003 г.). «Родопсины архейного типа у Chlamydomonas: модельная структура и внутриклеточная локализация». Связь с биохимическими и биофизическими исследованиями . 301 (3): 711–717. дои : 10.1016/S0006-291X(02)03079-6. ПМИД  12565839.
  11. ^ abc Нагель Г., Селлас Т., Хун В., Катерия С., Адеишвили Н., Бертольд П. и др. (ноябрь 2003 г.). «Канал родопсин-2, катион-селективный мембранный канал с прямым светорегулированием». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 100 (24): 13940–13945. Бибкод : 2003PNAS..10013940N. дои : 10.1073/pnas.1936192100 . ПМЦ 283525 . ПМИД  14615590. 
  12. ^ Бертольд П., Цунода С.П., Эрнст О.П., Магес В., Градманн Д., Хегеманн П. (июнь 2008 г.). «Каналродопсин-1 инициирует фототаксис и фотофобные реакции у хламидомонады путем немедленной деполяризации, индуцированной светом». Растительная клетка . 20 (6): 1665–1677. дои : 10.1105/tpc.108.057919. ПМЦ 2483371 . ПМИД  18552201. 
  13. ^ Като Х.Э., Чжан Ф., Ижар О., Рамакришнан С., Нисидзава Т., Хирата К. и др. (январь 2012 г.). «Кристаллическая структура канала родопсинового светозависимого катионного канала». Природа . 482 (7385): 369–374. Бибкод : 2012Natur.482..369K. дои : 10.1038/nature10870. ПМК 4160518 . ПМИД  22266941. 
  14. ^ Баманн С., Кирш Т., Нагель Г., Бамберг Э. (январь 2008 г.). «Спектральные характеристики фотоцикла каналородопсина-2 и его влияние на функцию канала». Журнал молекулярной биологии . 375 (3): 686–694. дои : 10.1016/j.jmb.2007.10.072. ПМИД  18037436.
  15. ^ аб Говорунова Е.Г., Синещеков О.А., Янц Р., Лю Х, Спудич Дж.Л. (август 2015 г.). «НЕЙРОНАУКА. Естественные светозависимые анионные каналы: семейство микробных родопсинов для передовой оптогенетики». Наука . 349 (6248): 647–650. Бибкод : 2015Sci...349..647G. дои : 10.1126/science.aaa7484. ПМЦ 4764398 . ПМИД  26113638. 
  16. ^ Говорунова Е.Г., Гоу Ю, Синещеков ОА, Ли Х, Лу Х, Ван Ю и др. (июль 2022 г.). «Калиевые каналородопсины представляют собой естественные светозависимые калиевые каналы, которые опосредуют оптогенетическое торможение». Природная неврология . 25 (7): 967–974. дои : 10.1038/s41593-022-01094-6. ПМЦ 9854242 . PMID  35726059. S2CID  249886382. 
  17. ^ Ким Ю.С., Като Х.Э., Ямашита К., Ито С., Иноуэ К., Рамакришнан С. и др. (сентябрь 2018 г.). «Кристаллическая структура природного анионпроводящего канала родопсина GtACR1». Природа . 561 (7723): 343–348. Бибкод : 2018Natur.561..343K. дои : 10.1038/s41586-018-0511-6. ПМК 6340299 . ПМИД  30158696. 
  18. ^ Тадзима С., Ким Ю.С., Фукуда М., Бирн Э.Ф., Ван П.Ю., Пагги Дж.М. и др. (31 октября 2022 г.). «Структурная основа селективности ионов в калий-селективных каналородопсинах» (PDF) . биоRxiv . дои : 10.1101/2022.10.30.514430. S2CID  253259023.
  19. ^ Эриа-Оливейра А.С., Фолаччи М., Чассо А.А., Феду С., Тезе Н., Забельский Д. и др. (2024-01-02). «Угон внутренней динамики кальция внутриклеточно находящимися вирусными родопсинами». Природные коммуникации . 15 (1): 65. Бибкод : 2024NatCo..15...65E. дои : 10.1038/s41467-023-44548-6. ISSN  2041-1723. ПМК 10761956 . ПМИД  38167346. 
  20. ^ аб Бойден Э.С., Чжан Ф., Бамберг Э., Нагель Г., Дейссерот К. (сентябрь 2005 г.). «Генетически целенаправленный оптический контроль нейронной активности в миллисекундном масштабе». Природная неврология . 8 (9): 1263–1268. дои : 10.1038/nn1525. PMID  16116447. S2CID  6809511.
  21. ^ Ли X, Гутьеррес Д.В., Хансон М.Г., Хан Дж., Марк М.Д., Чил Х. и др. (декабрь 2005 г.). «Быстрая неинвазивная активация и ингибирование нейронной и сетевой активности родопсином позвоночных и каналродопсином зеленых водорослей». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 102 (49): 17816–17821. Бибкод : 2005PNAS..10217816L. дои : 10.1073/pnas.0509030102 . ПМК 1292990 . ПМИД  16306259. 
  22. ^ аб Нагель Г., Браунер М., Ливальд Дж. Ф., Адеишвили Н., Бамберг Э., Готшалк А. (декабрь 2005 г.). «Световая активация каналородопсина-2 в возбудимых клетках Caenorhabditis elegans вызывает быстрые поведенческие реакции». Современная биология . 15 (24): 2279–2284. Бибкод : 2005CBio...15.2279N. дои : 10.1016/j.cub.2005.11.032 . ПМИД  16360690.
  23. ^ Лима SQ, Мизенбёк Г. (апрель 2005 г.). «Дистанционное управление поведением посредством генетически направленной фотостимуляции нейронов». Клетка . 121 (1): 141–152. дои : 10.1016/j.cell.2005.02.004 . ПМИД  15820685.
  24. ^ Чжан Ф., Ван Л.П., Бойден Э.С., Дейссерот К. (октябрь 2006 г.). «Канал родопсин-2 и оптический контроль возбудимых клеток». Природные методы . 3 (10): 785–792. дои : 10.1038/nmeth936. PMID  16990810. S2CID  15096826.
  25. ^ abc Lin JY (январь 2011 г.). «Руководство пользователя по вариантам канального родопсина: особенности, ограничения и будущие разработки». Экспериментальная физиология . 96 (1): 19–25. doi : 10.1113/expphysicalol.2009.051961. ПМЦ 2995811 . ПМИД  20621963. 
  26. ^ Линь Дж.Ю., Линь М.З., Стейнбах П., Цянь Р.Ю. (март 2009 г.). «Характеристика сконструированных вариантов канального родопсина с улучшенными свойствами и кинетикой». Биофизический журнал . 96 (5): 1803–1814. Бибкод : 2009BpJ....96.1803L. дои : 10.1016/j.bpj.2008.11.034. ПМЦ 2717302 . ПМИД  19254539. 
  27. ^ аб Гюнайдин Л.А., Ижар О, Берндт А, Сохал В.С., Дейсерот К., Хегеманн П. (март 2010 г.). «Сверхбыстрый оптогенетический контроль». Природная неврология . 13 (3): 387–392. дои : 10.1038/nn.2495. PMID  20081849. S2CID  7457755.
  28. ^ аб Берндт А., Ижар О., Гюнайдин Л.А., Хегеманн П., Дейссерот К. (февраль 2009 г.). «Бистабильные переключатели состояний нейронов». Природная неврология . 12 (2): 229–234. дои : 10.1038/nn.2247. PMID  19079251. S2CID  15125498.
  29. ^ Чжан Ф., Пригге М., Бейрьер Ф., Цунода С.П., Мэттис Дж., Ижар О. и др. (июнь 2008 г.). «Оптогенетическое возбуждение с красным смещением: инструмент для быстрого нейронного контроля, полученный из Volvox carteri». Природная неврология . 11 (6): 631–633. дои : 10.1038/nn.2120. ПМЦ 2692303 . ПМИД  18432196. 
  30. ^ abc Ижар О, Фенно Л.Е., Пригге М., Шнайдер Ф., Дэвидсон Т.Дж., О'Ши DJ и др. (июль 2011 г.). «Баланс неокортикального возбуждения/торможения при обработке информации и социальной дисфункции». Природа . 477 (7363): 171–178. Бибкод : 2011Natur.477..171Y. дои : 10.1038/nature10360. ПМК 4155501 . ПМИД  21796121. 
  31. ^ Адамантидис А.Р., Чжан Ф., Араванис А.М., Дейсерот К., де Лесеа Л. (ноябрь 2007 г.). «Нейральные субстраты пробуждения, исследованные с помощью оптогенетического контроля гипокретиновых нейронов». Природа . 450 (7168): 420–424. Бибкод : 2007Natur.450..420A. дои : 10.1038/nature06310. ПМК 6744371 . ПМИД  17943086. 
  32. ^ Цай Х.К., Чжан Ф., Адамантидис А., Стубер Г.Д., Бончи А., де Лесеа Л. и др. (май 2009 г.). «Фазовая активация дофаминергических нейронов достаточна для поведенческого кондиционирования». Наука . 324 (5930): 1080–1084. Бибкод : 2009Sci...324.1080T. дои : 10.1126/science.1168878. ПМК 5262197 . ПМИД  19389999. 
  33. ^ Градинару В., Могри М., Томпсон К.Р., Хендерсон Дж.М., Дейссерот К. (апрель 2009 г.). «Оптическая деконструкция паркинсонических нейронных цепей». Наука . 324 (5925): 354–359. Бибкод : 2009Sci...324..354G. CiteSeerX 10.1.1.368.668 . дои : 10.1126/science.1167093. ПМК 6744370 . ПМИД  19299587.  
  34. ^ Кравиц А.В., Фриз Б.С., Паркер П.Р., Кей К., Твин М.Т., Дейсерот К. и др. (июль 2010 г.). «Регуляция паркинсонического двигательного поведения посредством оптогенетического контроля цепей базальных ганглиев». Природа . 466 (7306): 622–626. Бибкод : 2010Natur.466..622K. дои : 10.1038/nature09159. ПМЦ 3552484 . ПМИД  20613723. 
  35. ^ Ли Дж.Х., Дюран Р., Градинару В., Чжан Ф., Гошен И., Ким Д.С. и др. (июнь 2010 г.). «Глобальные и локальные сигналы фМРТ, управляемые нейронами, определяемыми оптогенетически по типу и связям». Природа . 465 (7299): 788–792. Бибкод : 2010Natur.465..788L. дои : 10.1038/nature09108. ПМК 3177305 . ПМИД  20473285. 
  36. ^ abc Чжан Ю.П., Ортнер Т.Г. (февраль 2007 г.). «Оптическая индукция синаптической пластичности с использованием светочувствительного канала». Природные методы . 4 (2): 139–141. дои : 10.1038/nmeth988. PMID  17195846. S2CID  17721823.
  37. ^ аб Петряну Л., Хубер Д., Собчик А., Свобода К. (май 2007 г.). «Картирование цепей дальних мозолистых проекций с помощью родопсина-2». Природная неврология . 10 (5): 663–668. дои : 10.1038/nn1891. PMID  17435752. S2CID  14275254.
  38. ^ аб Кетцель Д., Земельман Б.В., Бютферинг С., Вёлфель М., Мизенбёк Г. (январь 2011 г.). «Столбчатая и ламинарная организация тормозных связей с возбуждающими клетками неокортекса». Природная неврология . 14 (1): 100–107. дои : 10.1038/nn.2687. ПМК 3011044 . ПМИД  21076426. 
  39. ^ Ван Х, Пека Дж, Мацузаки М, Мацузаки К, Ногучи Дж, Цю Л и др. (май 2007 г.). «Высокоскоростное картирование синаптических связей с использованием фотостимуляции у трансгенных мышей Channelrhodopsin-2». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 104 (19): 8143–8148. Бибкод : 2007PNAS..104.8143W. дои : 10.1073/pnas.0700384104 . ПМЦ 1876585 . ПМИД  17483470. 
  40. ^ Моханти С.К., Рейншайд Р.К., Лю X, Окамура Н., Красиева Т.Б., Бернс М.В. (октябрь 2008 г.). «Глубинная активация возбудимых клеток, сенсибилизированных каналородопсином 2, с высоким пространственным разрешением с использованием двухфотонного возбуждения лазерным микролучом ближнего инфракрасного диапазона». Биофизический журнал . 95 (8): 3916–3926. Бибкод : 2008BpJ....95.3916M. doi : 10.1529/biophysj.108.130187. ПМК 2553121 . ПМИД  18621808. 
  41. ^ Рикгауэр JP, Tank DW (сентябрь 2009 г.). «Двухфотонное возбуждение канала родопсина-2 при насыщении». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 106 (35): 15025–15030. Бибкод : 2009PNAS..10615025R. дои : 10.1073/pnas.0907084106 . ПМЦ 2736443 . ПМИД  19706471. 
  42. ^ Андрасфальви Б.К., Земельман Б.В., Тан Дж., Вазири А. (июнь 2010 г.). «Двухфотонный одноклеточный оптогенетический контроль активности нейронов с помощью скульптурного света». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 107 (26): 11981–11986. Бибкод : 2010PNAS..10711981A. дои : 10.1073/pnas.1006620107 . ПМК 2900666 . ПМИД  20543137. 
  43. ^ Райнер А., Исакофф Е.Ю. (октябрь 2013 г.). «Премия мозга 2013: революция в оптогенетике». Тенденции в нейронауках . 36 (10): 557–560. doi :10.1016/j.tins.2013.08.005. PMID  24054067. S2CID  205404606.
  44. ^ Шененбергер П., Героза Д., Эртнер Т.Г. (декабрь 2009 г.). «Временный контроль немедленной ранней индукции генов светом». ПЛОС ОДИН . 4 (12): е8185. Бибкод : 2009PLoSO...4.8185S. дои : 10.1371/journal.pone.0008185 . ПМК 2780714 . ПМИД  19997631. 
  45. ^ Берндт А., Шёненбергер П., Мэттис Дж., Тай К.М., Дейссерот К., Хегеманн П. и др. (май 2011 г.). «Высокоэффективные канальные родопсины для быстрой стимуляции нейронов при низких уровнях освещенности». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 108 (18): 7595–7600. Бибкод : 2011PNAS..108.7595B. дои : 10.1073/pnas.1017210108 . ПМК 3088623 . ПМИД  21504945. 
  46. ^ Давыдов А., Гуэта Р., Лященко Д., Ульрих С., Герман М., Эманн Н. и др. (сентябрь 2014 г.). «Каналродопсин-2-XXL, мощный оптогенетический инструмент для применения в условиях низкой освещенности». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 111 (38): 13972–13977. Бибкод : 2014PNAS..11113972D. дои : 10.1073/pnas.1408269111 . ПМЦ 4183338 . ПМИД  25201989. 
  47. ^ Линь Дж.Ю., Кнутсен П.М., Мюллер А., Кляйнфельд Д., Цянь Р.Ю. (октябрь 2013 г.). «ReaChR: вариант канального родопсина со смещением в красную сторону обеспечивает глубокое транскраниальное оптогенетическое возбуждение». Природная неврология . 16 (10): 1499–1508. дои : 10.1038/nn.3502. ПМЦ 3793847 . ПМИД  23995068. 
  48. ^ Клапоетке Н.К., Мурата Ю., Ким С.С., Пулвер С.Р., Бердси-Бенсон А., Чо Ю.К. и др. (март 2014 г.). «Независимое оптическое возбуждение отдельных нейронных популяций». Природные методы . 11 (3): 338–346. дои : 10.1038/nmeth.2836. ПМЦ 3943671 . ПМИД  24509633. 
  49. ↑ Хукс Б.М., Линь Ю.И., Го С., Свобода К. (март 2015 г.). «Двухканальное картирование цепей показывает сенсомоторную конвергенцию в первичной моторной коре». Журнал неврологии . 35 (10): 4418–4426. doi : 10.1523/JNEUROSCI.3741-14.2015. ПМЦ 4355205 . ПМИД  25762684. 
  50. ^ Анисимова М., ван Боммель Б., Ван Р., Михайлова М., Вигерт Дж.С., Ортнер Т.Г. и др. (декабрь 2022 г.). «Пластичность, зависящая от времени всплеска, вознаграждает за синхронность, а не за причинность». Кора головного мозга . 33 (1): 23–34. doi : 10.1093/cercor/bhac050. ПМЦ 9758582 . ПМИД  35203089. 
  51. ^ Хохбаум Д.Р., Чжао Ю., Фархи С.Л., Клапоэтке Н., Верли К.А., Капур В. и др. (август 2014 г.). «Полностью оптическая электрофизиология нейронов млекопитающих с использованием сконструированных микробных родопсинов». Природные методы . 11 (8): 825–833. дои : 10.1038/nmeth.3000. ПМК 4117813 . ПМИД  24952910. 
  52. ^ Дана Х, Мохар Б, Сан Ю, Нараян С, Гордус А, Хассеман Дж. П. и др. (март 2016 г.). «Чувствительные индикаторы красного белка кальция для визуализации нейронной активности». электронная жизнь . 5 . дои : 10.7554/eLife.12727 . ПМЦ 4846379 . ПМИД  27011354. 
  53. ^ Афшар Сабер W, Гаспароли FM, Диркс М.Г., Ганн-Мур Ф.Дж., Антковяк М. (2018). «Полнооптический анализ для изучения биологических нейронных сетей». Границы в неврологии . 12 : 451. дои : 10.3389/fnins.2018.00451 . ПМК 6041400 . ПМИД  30026684. 
  54. ^ Кляйнлогель С., Фельдбауэр К., Демпски Р.Э., Фотис Х., Вуд П.Г., Баманн С. и др. (апрель 2011 г.). «Сверхсветочувствительная и быстрая активация нейронов с помощью Ca²+-проницаемого канала родопсина CatCh». Природная неврология . 14 (4): 513–518. дои : 10.1038/nn.2776. PMID  21399632. S2CID  5907240.
  55. ^ Фернандес Лахор Р.Г., Пампалони Н.П., Питер Э., Хайм М.М., Тиллерт Л., Виерок Дж. и др. (декабрь 2022 г.). «Кальций-проницаемые канальные родопсины для фотоконтроля передачи сигналов кальция». Природные коммуникации . 13 (1): 7844. Бибкод : 2022NatCo..13.7844F. дои : 10.1038/s41467-022-35373-4. ПМЦ 9772239 . ПМИД  36543773. 
  56. ^ Говорунова Е.Г., Гоу Ю., Синещеков О.А., Ли Х., Ван Ю., Браун Л.С. и др. (17 сентября 2021 г.). «Калиевые родопсины: естественные светозапираемые калиевые каналы». bioRxiv : 2021.09.17.460684. дои : 10.1101/2021.09.17.460684. S2CID  237576843.
  57. ^ Виерок Дж., Питер Э., Гримм С., Розенберг А., Чен И.В., Тиллерт Л. и др. (декабрь 2022 г.). «WiChR, высокоселективный по калию каналродопсин для одно- и двухфотонного ингибирования возбудимых клеток при слабом освещении». Достижения науки . 8 (49): eadd7729. Бибкод : 2022SciA....8D7729V. doi : 10.1126/sciadv.add7729. ПМЦ 9733931 . ПМИД  36383037. 
  58. ^ ab Витек Дж., Вигерт Дж.С., Адеишвили Н., Шнайдер Ф., Ватанабе Х., Цунода С.П. и др. (апрель 2014 г.). «Превращение канального родопсина в светозатворный хлоридный канал». Наука . 344 (6182): 409–412. Бибкод : 2014Sci...344..409W. дои : 10.1126/science.1249375 . PMID  24674867. S2CID  206554245.
  59. ^ ab Wietek J, Beltramo R, Scanziani M, Hegemann P, Oertner TG, Wiegert JS (октябрь 2015 г.). «Улучшенный хлорид-проводящий каналродопсин для светоиндуцированного ингибирования активности нейронов in vivo». Научные отчеты . 5 : 14807. Бибкод : 2015NatSR...514807W. дои : 10.1038/srep14807. ПМЦ 4595828 . ПМИД  26443033. 
  60. ^ аб Берндт А., Ли С.Ю., Витек Дж., Рамакришнан С., Стейнберг Э.Э., Рашид А.Дж. и др. (январь 2016 г.). «Структурные основы оптогенетики: детерминанты селективности ионов канального родопсина». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 113 (4): 822–829. Бибкод : 2016PNAS..113..822B. дои : 10.1073/pnas.1523341113 . ПМЦ 4743797 . ПМИД  26699459. 
  61. ^ Фернандес Лахор Р.Г., Пампалони Н.П., Шивер Э., Хайм М.М., Тиллерт Л., Виерок Дж. и др. (21 декабря 2022 г.). «Кальций-проницаемые канальные родопсины для фотоконтроля передачи сигналов кальция». Природные коммуникации . 13 (1): 7844. Бибкод : 2022NatCo..13.7844F. дои : 10.1038/s41467-022-35373-4. ISSN  2041-1723. ПМЦ 9772239 . ПМИД  36543773. 
  62. ^ Дуглас А.Д., Крейвес С., Дейсерот К., Шир А.Ф., Энгерт Ф. (август 2008 г.). «Поведение побега, вызванное одиночными спайками, вызванными канальным родопсином-2, в соматосенсорных нейронах рыбок данио». Современная биология . 18 (15): 1133–1137. Бибкод : 2008CBio...18.1133D. дои : 10.1016/j.cub.2008.06.077. ПМК 2891506 . ПМИД  18682213. 
  63. ^ Хубер Д., Петряну Л., Гитани Н., Ранаде С., Громадка Т., Майнен З. и др. (январь 2008 г.). «Редкая оптическая микростимуляция бочкообразной коры головного мозга стимулирует усвоенное поведение у свободно движущихся мышей». Природа . 451 (7174): 61–64. Бибкод : 2008Natur.451...61H. дои : 10.1038/nature06445. ПМЦ 3425380 . ПМИД  18094685. 
  64. ^ Хан X, Бойден ES (март 2007 г.). «Многоцветная оптическая активация, подавление и десинхронизация нейронной активности с временным разрешением в один пик». ПЛОС ОДИН . 2 (3): е299. Бибкод : 2007PLoSO...2..299H. дои : 10.1371/journal.pone.0000299 . ПМК 1808431 . ПМИД  17375185. 
  65. ^ Чжан Ф., Ван Л.П., Браунер М., Ливальд Дж.Ф., Кей К., Вацке Н. и др. (апрель 2007 г.). «Мультимодальный быстрый оптический опрос нейронных цепей». Природа . 446 (7136): 633–639. Бибкод : 2007Natur.446..633Z. дои : 10.1038/nature05744. PMID  17410168. S2CID  4415339.
  66. ^ Говорунова Е.Г., Синещеков О.А., Янц Р., Лю Х, Спудич Дж.Л. (август 2015 г.). «НЕЙРОНАУКА. Естественные светозависимые анионные каналы: семейство микробных родопсинов для передовой оптогенетики». Наука . 349 (6248): 647–650. Бибкод : 2015Sci...349..647G. дои : 10.1126/science.aaa7484. ПМЦ 4764398 . ПМИД  26113638. 
  67. ^ Клапоетке Н.К., Мурата Ю., Ким С.С., Пулвер С.Р., Бердси-Бенсон А., Чо Ю.К. и др. (март 2014 г.). «Независимое оптическое возбуждение отдельных нейронных популяций». Природные методы . 11 (3): 338–346. дои : 10.1038/nmeth.2836. ПМЦ 3943671 . ПМИД  24509633. 
  68. ^ Виерок Дж., Родригес-Розада С., Дитер А., Пипер Ф., Симс Р., Тенедини Ф. и др. (июль 2021 г.). «BiPOLES — это оптогенетический инструмент, разработанный для двунаправленного двухцветного контроля нейронов». Природные коммуникации . 12 (1): 4527. Бибкод : 2021NatCo..12.4527V. дои : 10.1038/s41467-021-24759-5. ПМЦ 8313717 . ПМИД  34312384. 
  69. ^ Чжан Ю.П., Холбро Н., Эртнер Т.Г. (август 2008 г.). «Оптическая индукция пластичности в одиночных синапсах обнаруживает специфическое накопление альфаCaMKII». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки . 105 (33): 12039–12044. Бибкод : 2008PNAS..10512039Z. дои : 10.1073/pnas.0802940105 . ПМЦ 2575337 . ПМИД  18697934. 
  70. ^ Анисимова М., ван Боммель Б., Ван Р., Михайлова М., Саймон Вигерт Дж., Ортнер Т.Г. и др. (февраль 2022 г.). «Пластичность, зависящая от времени всплеска, вознаграждает за синхронность, а не за причинность». Кора головного мозга . 33 (1): 23–34. doi : 10.1093/cercor/bhac050. ПМЦ 9758582 . ПМИД  35203089. 
  71. ^ Сюй З, Зие Икс, Крейг Х, Сильвия Ф (декабрь 2013 г.). «Непрямое обучение виртуального насекомого, управляемого нейронной сетью, на основе шипов». 52-я конференция IEEE по принятию решений и управлению . Решение и контроль IEEE. стр. 6798–6805. CiteSeerX 10.1.1.671.6351 . дои : 10.1109/CDC.2013.6760966. ISBN  978-1-4673-5717-3. S2CID  13992150.
  72. ^ Петряну Л., Мао Т., Стернсон С.М., Свобода К. (февраль 2009 г.). «Субклеточная организация неокортикальных возбуждающих связей». Природа . 457 (7233): 1142–1145. Бибкод : 2009Natur.457.1142P. дои : 10.1038/nature07709. ПМК 2745650 . ПМИД  19151697. 
  73. ^ Би А, Куи Дж, Ма Ю.П., Ольшевская Е, Пу М, Дижоор А.М. и др. (апрель 2006 г.). «Эктопическая экспрессия родопсина микробного типа восстанавливает зрительные реакции у мышей с дегенерацией фоторецепторов». Нейрон . 50 (1): 23–33. дои : 10.1016/j.neuron.2006.02.026. ПМК 1459045 . ПМИД  16600853. 
  74. ^ Би А, Куи Дж, Ма Ю.П., Ольшевская Е, Пу М, Дижоор А.М. и др. (апрель 2006 г.). «Эктопическая экспрессия родопсина микробного типа восстанавливает зрительные реакции у мышей с дегенерацией фоторецепторов». Нейрон . 50 (1): 23–33. дои : 10.1016/j.neuron.2006.02.026. ПМК 1459045 . ПМИД  16600853. 
  75. ^ Лагали П.С., Баля Д., Аватрамани ГБ, Мюнх Т.А., Ким Д.С., Бускамп В. и др. (июнь 2008 г.). «Светоактивируемые каналы, нацеленные на биполярные клетки ON, восстанавливают зрительную функцию при дегенерации сетчатки». Природная неврология . 11 (6): 667–675. дои : 10.1038/nn.2117. PMID  18432197. S2CID  6798764.
  76. ^ Сахель Дж.А., Буланже-Сцемама Э., Пагот С., Арлео А., Галлуппи Ф., Мартель Дж.Н. и др. (июль 2021 г.). «Частичное восстановление зрительных функций у слепого пациента после оптогенетической терапии». Природная медицина . 27 (7): 1223–1229. дои : 10.1038/s41591-021-01351-4 . ПМИД  34031601.
  77. ↑ Галлахер Дж. (24 мая 2021 г.). «Белки водорослей частично восстанавливают зрение человека». Новости BBC .
  78. ^ Эрнандес В.Х., Герт А., Рейтер К., Цзин З., Йешке М., Мендоса Шульц А. и др. (март 2014 г.). «Оптогенетическая стимуляция слухового пути». Журнал клинических исследований . 124 (3): 1114–1129. дои : 10.1172/JCI69050. ПМЦ 3934189 . ПМИД  24509078. 
  79. ^ Магер Т., Лопес де ла Морена Д., Сенн В., Шлотте Дж., Д. Эррико А., Фельдбауэр К. и др. (май 2018 г.). «Высокочастотные нейронные импульсы и слуховые сигналы с помощью сверхбыстрой оптогенетики с красным смещением». Природные коммуникации . 9 (1): 1750. Бибкод : 2018NatCo...9.1750M. дои : 10.1038/s41467-018-04146-3. ПМЦ 5931537 . ПМИД  29717130. 
  80. ^ Кеппелер Д., Мерино Р.М., Лопес де ла Морена Д., Бали Б., Хуэт А.Т., Герт А. и др. (декабрь 2018 г.). «Сверхбыстрая оптогенетическая стимуляция слухового пути с помощью Chronos, оптимизированного для нацеливания». Журнал ЭМБО . 37 (24): e99649. дои : 10.15252/embj.201899649. ПМК 6293277 . ПМИД  30396994. 

дальнейшее чтение

Внешние ссылки